副溶血性弧菌是一种常见的革兰氏阴性菌,俗称“嗜盐菌”,一般存在于近海或河海交界处的海水、海产品中[1]。在我国,副溶血性弧菌引起的食源性疾病的病例数占微生物性食源性疾病的首位[2]。副溶血性弧菌从环境中传染给人类的主要途径是食用了被该菌污染的生的或没有完全熟透的鱼类或贝类等海产品。受副溶血性弧菌感染最常见的病症是急性肠胃炎,有腹痛、腹泻、低烧、头痛和呕吐等症状,但对于患有肝病、免疫缺陷性疾病和糖尿病等慢性疾病的人群来说,感染副溶血性弧菌则可能导致败血症,重则危及生命[3]。TENA等[4]还认为副溶血性弧菌是引起患者坏死性筋膜炎的病原体。副溶血性弧菌感染一般多发生在夏季和初秋,该时间段海水温度适合副溶血性弧菌的生长,适宜的生存条件使其在环境中可以迅速、大量繁殖。
随着社会的发展和人们经济条件的改善,消费者对膳食营养的追求越来越高,对水产品尤其是海产品的需求日益增加,因此人们开发出了集约化养殖的方式以满足消费需求。养殖密度的提高往往导致养殖动物体质较弱,容易感染多种疾病。一些养殖企业为了降低养殖海产品的发病率可能会不规范使用甚至滥用抗菌药物,造成耐药性细菌的产生[5]。当人们食用了受到副溶血性弧菌耐药株污染的食物时,这些菌内部的质粒、转座子、整合子等移动元件会将耐药基因水平转移到人体肠道等器官或组织中的其他细菌细胞内,从而造成人体内正常菌群产生耐药性,给人类健康造成极大的潜在风险。食源性耐药菌的出现,给细菌感染性疾病的临床治疗带来了极大的挑战,国外已报道多起因感染食源性耐药菌导致临床治疗失败的事件。
1 副溶血性弧菌的毒力因子
副溶血性弧菌的致病性主要是由毒力因子造成,包括溶血素类、侵袭因子和尿素酶等。研究表明副溶血性弧菌主要的毒力因子分别是耐热直接溶血素(thermostable direct hemolysin,TDH)和耐热相关溶血素(tdh-related hemolysin,TRH),这2种毒力因子也被认为是该菌株致病性的分子标记,它们通过作用于宿主细胞表面,破坏细胞的完整性。而环境中的副溶血性弧菌大多数不产生致病的耐热直接溶血素和耐热直接相关溶血素,但有研究学者调查发现,副溶血性弧菌环境菌株的48%和8.3%分别具有tdh和trh基因[6],因此,副溶血性弧菌环境菌株是否具有tdh和trh基因还有待进一步研究。除TDH与TRH会对人类健康存在潜在威胁外,大多数副溶血性弧菌所包含的III型分泌系统(type Ⅲ secretion system,T3SS)和VI型分泌系统(type VI secretion system,T6SS)以及部分特定编码基因对人类健康也存在极大威胁[7],比如副溶血性弧菌中的UreC编码基因就通过基因编辑形成脲酶,脲酶的产生则可以使副溶血性弧菌产生自我保护机制,而脲酶的形成又通常与trh基因的存在有关[8]。
TDH是一种对热稳定且具有可逆特性的淀粉样蛋白毒素,它可根据温度变化重新折叠其结构：TDH在60～70 ℃条件下可以将其天然结构改变为富含β链的无毒原纤维；在80～100 ℃条件下加热后,可以进一步解离成没有折叠的展开状态,但是展开的TDH在快速冷却后又可以折叠成原来的天然形式。天然TDH在水性环境中是对称且带有中心孔的四聚体,中心孔在溶血过程中充当通道,可在红细胞膜的磷脂双层中形成跨膜孔,使水和离子自由流动,导致细胞内部和外部离子不平衡,出现膜透化和红细胞膨胀,使细胞产生溶解现象[9],这些由细胞表面形成孔洞产生溶血现象是产生细胞毒性和肠毒性的原因,这种溶血现象又称为Kanagawa现象,即“神奈川现象”[10]。因此,对于TDH致病性而言,保持具有中心孔的四聚体结构是必不可少的[11]。TDH的产生又受到培养菌株生存的培养基成分的影响,主要是培养基中含NaCl、糖、氨基酸和磷酸盐的浓度决定产生TDH的量。当2株副溶血性弧菌在含有共轭胆汁酸(如糖胆酸和牛磺胆酸)的培养基中共同生长时,菌株产TDH的能力显著增强。
1985年,学者在马尔代夫发现了副溶血性弧菌另一重要致病因子——TRH。TRH由2条相同氨基酸链组成。编码基因trh,与tdh具有大约68%的同源性,生物学活性与TDH也较为相似,有类似水平的溶血活性、肠毒性、细胞毒性和心脏毒性,与TDH相比,TRH对温度较为敏感,在60 ℃下即被破坏。由于trh基因在副溶血性弧菌菌株中的存在与脲酶的产生有关,并且脲酶具有催化尿素水解成氨的作用,能提高宿主体内环境pH,从而促使细菌产生自我保护的物质,免受胃酸侵害菌株,增大其产生肠毒性作用的概率[12]。
除了TDH和TRH毒力因子,副溶血性弧菌中的III型分泌系统T3SS1和T3SS2也是主要致病因素。这些T3SS分泌的效应蛋白可以传递到宿主细胞中而导致宿主细胞死亡或患者腹泻。T3SS1既可以存在于致病性菌株中,也可以存在于非致病性菌株中,而T3SS2只存在于致病性菌株中。T3SS1主要影响生物膜的形成、细胞运动性和细胞毒性,提高副溶血性弧菌在不适生存环境中的存活率,在宿主体内的表达主要表现为产生肠毒性。T3SS2参与细胞炎症反应的负调控,帮助菌株逃避宿主免疫系统对其进行的清除作用。
T3SS1特异性效应因子包括VepA、VepB(也被称为VopS)、VPA0450和VopR(VP1683)[13]。VepA已被证明是诱导细胞自噬的必要条件,它的存在可以促使细胞产生毒性[14]；VopS通过作用于细胞内部通道并使其停止工作,从而使细胞变圆；VPA0450是一种肌醇磷酸酶,可水解质膜上磷脂酰肌醇磷酸,造成肌动蛋白细胞骨架与质膜之间的连接遭到破坏,从而使细胞质膜中形成气泡,导致细胞变圆或裂解[15]。VopR由基因vp1683编码而成,包含与磷酸肌醇结构域相似的结构域,可以与宿主细胞膜上的磷酸肌醇结合,从而破坏细胞活性。VopR还具有促进T3SS效应子在宿主细胞中表达的功能[16]。T3SS1效应系统是由环境中的副溶血性弧菌分离株产生的,尽管自然宿主未知,但该效应系统与副溶血性弧菌在环境中的存活有关；该效应系统既可以让细菌避免宿主产生免疫反应,又可以诱导宿主细胞发生自溶效应,从而让宿主细胞释放出有价值的营养素供菌株利用,增大菌株在不适环境中的生存率[17]。在体外组织培养细胞感染过程中,观察到T3SS1侵入并破坏细胞的过程,包括诱导细胞自噬,随后的细胞圆化,最后导致细胞裂解,这些过程在宿主受到感染的3个小时内完成。有一点值得注意,尽管T3SS1引起了细胞质剧烈的变化,但被感染细胞的细胞核几乎是完整的,表明该感染是通过破坏细胞内信号传递通路从而导致细胞死亡。
T3SS2效应系统是由临床上的副溶血性弧菌分离株产生的,与其他细菌的T3SS不同的是,它的存在可以使副溶血性弧菌具有入侵细胞的能力,而且使副溶血性弧菌具有在宿主细胞中存活并复制的能力；它们经常与溶血素一起产生肠毒性作用,因此,T3SS2可以看做是致病性副溶血性弧菌的特异性分泌系统[18]。T3SS2的特异性效应因子包括VopZ、VopV、VopC、VopT、VopL、VopP、VopM[19]。VopZ会抑制激酶(TAK1)的激活,而TAK1的缺失会引起肠上皮细胞损伤、死亡和发生炎症,因此VopZ是菌株进行肠道定植、诱导腹泻和产生肠道病理的主要因素[20]。VopV是产生肠毒性的主要效应因子,它可以将肌动蛋白和丝素蛋白分别与其重复结构域结合,这种现象会产生腹泻的症状,ZHOU等[21]认为VopV还跟肠道定植有关。VopC被认为是参与T3SS2入侵宿主细胞的效应因子,VopC通过脱酰胺作用导致肌动蛋白细胞骨架发生变化,从而提高副溶血性弧菌入侵宿主细胞的能力[22]。但是,也有报道证明,在幼兔副溶血性弧菌感染模型中,VopC的失活并未减少菌株的定植或肠道感染的总体指标[23]。因此,VopC在副溶血性弧菌感染过程中的作用还有待进一步研究。VopT是一种ADP核糖基转移酶,也是T3SS2产生细胞毒性的效应因子之一[24]。VopL可以中和宿主细胞中烟酰胺二核苷酸磷酸氧化酶复合物产生活性氧,以增加菌株在宿主细胞中的存活概率[25]。
T6SS是一个多功能的蛋白注射系统,结构为倒置的T4噬菌体形状,主要由4部分组成：跨膜的管状结构、基板结构、胞外管状结构及顶端的针状结构,该系统主要功能是将菌株粘附到宿主体内。T6SS也包含2部分：T6SSl和T6SS2,分别位于大染色体和小染色体上。T6SSl主要存在于临床的致病菌株中,与菌株致病能力相关；T6SS2存在于所有的副溶血性弧菌中,但具体功能还有待进一步研究。T6SS最初被认为是一种毒力机制,但近一步研究发现,该系统可以将毒素直接输送到相邻细菌体内,在细菌竞争中发挥保护自身作用,并且大多数已经被鉴定的T6SS效应器都能介导抗菌活性,保护细菌免受自身或同属的破坏[26-29]。因此,T6SS主要作用机制是对宿主产生毒性还是起到保护作用仍需进一步研究。
2 副溶血性弧菌耐药机制研究进展
副溶血性弧菌是水产养殖过程中常见的致病菌,被副溶血性弧菌污染的海产品会大量减产,造成经济损失,给人类的健康也带来了潜在风险。近年来,在水产养殖过程中发现副溶血性弧菌对抗菌药物具有耐受性的现象非常普遍,这种现象引起了研究人员的极大关注[30]。报道显示,副溶血性弧菌对氨苄西林、环丙沙星、头孢唑林、链霉素、头孢噻肟等多种抗菌药物均显示出较高的抗药性,而产生这种情况的原因多为不规范使用抗菌药物治疗水产养殖过程中的细菌疾病[31]。因此,规范水产养殖中抗菌药物的使用势在必行。与此同时,监测海产品中副溶血性弧菌产生耐药性的模式同样重要,这是预防和治疗耐药菌的关键。目前已知的副溶血性弧菌耐药模式主要有：质粒介导耐药、产生灭活酶或钝化酶类、外排泵主动排出抗菌药物、药物靶点发生改变等。近年来,细菌生物被膜的出现,也引起了研究者的极大关注。
2.1 产生生物被膜
细菌生物被膜是指细菌通过分泌产生基质和蛋白等物质,将其自身包绕这些物质中,形成大量的膜样物,这些由大量细菌聚集而形成的生物被膜可以大大提高细菌附着在生物或非生物表面上的能力[32-33]。副溶血性弧菌则能直接产生黏附因子,使其粘附到宿主表面,从而形成生物被膜。研究表明,具有生物被膜的副溶血性弧菌比自由游动状态下的相同菌株对消毒剂和抗菌药物的抵抗力更强,对不适环境的适应能力也更强,存在于生物被膜中的细菌对环境压力的抵抗能力甚至是浮游细菌的1 000倍。副溶血性弧菌具有很强的生物被膜形成能力,不仅可以提高其在环境中的存活率,还可以大大增加副溶血性弧菌的传染性和传播能力[34]。
生物被膜的形成是一个复杂的过程,涉及许多特定的结构和调控过程；最重要的结构和调控过程包括极鞭毛和侧鞭毛、对甘露糖敏感血凝素(mannose-sensitive hemagglutinin,MSHA)菌毛、几丁质调节菌毛、荚膜多糖(capsule polysaccharides,CPS)、胞外多糖(exopoly saccharides,EPS)、环二鸟苷酸(c-di-GMP)和群体感应[35]；还有一些转录调节因子,例如OxyR,也参与了副溶血性弧菌生物被膜的调节[36]。有学者认为,在自然环境中,副溶血性弧菌首先通过MSHA菌毛附着在表面上,如果表面物质包含甲壳质,那么副溶血性弧菌会用几丁质酶将其水解为乙酰葡萄糖胺,然后产生的乙酰葡萄糖胺可以增强RNA纯化分离染色质(chromatin isolation by RNA purification,ChiRP)的表达,由于ChiRP的表达可以在细菌与细菌的相互作用中起到一定促进作用,因此,副溶血性弧菌会在含甲壳质的表面上有效地形成生物被膜,稳定地获得营养；相反,如果副溶血性弧菌附着于不含甲壳质的底物表面,则ChiRP的表达不会上调,因此,细菌在非甲壳质基质上不易或不能附着,从而菌株比较分散,但这也方便了副溶血性弧菌移动到下一个宿主以便获得足够的营养。由此可见,GlcNAc在副溶血性弧菌的生态学中起着重要作用。GlcNAc是几丁质单体,并且是肠道上皮中糖蛋白和脂质的常见修饰物,因此,无论在肠道环境还是海洋环境中,只要有GlcNAc的存在,ChiRP都会发生作用[37]。但副溶血性弧菌生物被膜形成调控的全部细节还尚不清楚,有待进一步研究。
2.2 质粒介导耐药
质粒是一种可在细胞内单独存在的细胞器,它的大小和功能各不相同：一些质粒只携带1～2个基因,但有些质粒则可携带多达400个基因,而质粒本身又是独立于染色体DNA存在的,具有自主繁衍功能,所以会出现在一个细胞体内多个质粒共存的现象[38]。这些质粒不参与细胞基本功能如细胞生长和繁殖的调控,但是如果细胞处于不利于生存的环境时,这些质粒就会发生作用。它们往往携带一些抗性基因,比如细胞存在于抗菌药物条件时,质粒所携带的抗性基因就会发挥作用,编码出对不同抗菌物质(如抗生素、重金属、消毒剂甚至于紫外线照射)产生耐受性的酶。此外,不同于其他移动元件的是,质粒还具有水平转移的功能,它可以介导耐药基因在不同的细菌个体间、不同种属的细菌间转移,如果在转移期间该质粒携带了耐药基因,那么该耐药基因可以通过质粒携带的插入序列、转座子和整合子等移动元件对多药耐药区等类似的模块区域进行水平转移,从而使受体细菌也可以表现为对抗菌药物具有耐受性,这种水平传播方式使菌株耐药的情况变得更加严重[39]。
2.3 产生灭活酶或钝化酶类
副溶血性弧菌能够通过自身产生的灭活酶或钝化酶来降解抗菌药物里的修饰酶,使抗菌药物作用于细菌之前即被破坏而失去抗菌作用,从而减小抗菌药物对菌株的破坏能力,这些酶作用的耐药机制一般由染色体或质粒介导。研究表明,菌株体内的灭活酶或钝化酶能够自主产生红霉素酯化酶、β-内酰胺酶、氨基糖苷类钝化酶和氯霉素乙酰基转移酶,从而破坏红霉素类、β-内酰胺类、氨基糖苷类和氯霉素类抗菌药物[40]。除此之外,弧菌属细菌均存在VbrK/VbrR基因,该基因可以调控bla编码的β-内酰胺酶(β-lactamases,bla)产生,一旦菌株产生该酶,就会对β-内酰胺类抗菌药物产生耐受性[41]；不仅如此,β-内酰胺酶中的blaPER-1基因、blaCMY-2基因和blaTEM基因已被证实与菌株对三代头孢和四代头孢的抗性有关；blaV110基因与副溶血性弧菌对氨苄西林、哌拉西林和青霉素产生耐药性有关[42]。
2.4 外排泵主动排出抗菌药物
纵然细菌耐药机制有多种方式,但是由外排泵主动排出抗菌药物这种耐药机制仍然是目前细菌产生多药耐药的主要原因,大量多药耐药细菌中几乎都发现了外排泵也印证了该观点。细菌中已发现多种多药外排转运蛋白,这些蛋白质根据其主要结构和运输能力可分为4类：超家族转运蛋白(major facilitator superfamily,MFS)、多药抗性小蛋白(small multidrug resistance protein,SMR)、耐药结节分化细胞分化(resistance-nodulation-division,RND)家族转运蛋白、ATP结合盒式蛋白(ATP-binding cassette transporters,ABC)[43]。除了以上4种外排系统,OTSUKA等[44]在副溶血性弧菌中还发现一个新的外排膜泵家族——多药和有毒化合物排出家族(multidrug and toxic microbial extrusion,MATE),这个家族中具有3个保守区域,分别为Asp32、Glu261和Asp367,这些氨基酸残基可以在菌株外排抗菌药物的过程中产生一定的促进作用。一旦细菌获得多种外排泵,或者由于某种原因激活了体内的多种外排泵,那么该细菌就会立刻对多种药物产生抗性。
副溶血性弧菌外排泵的主要能量来自于Na+跨膜电位的电位差。副溶血性弧菌中编码多药外排转运蛋白的基因是vmeA和vmeB,属于RND家族。这对基因不仅可以将菌体外部的抗菌药物泵出菌株体外,还可以躲避宿主自身免疫系统对菌株的杀害,进一步研究发现,在破坏了vmeA和vmeB基因的菌株中仍然会有外排泵将抗菌药物泵出菌株体外,造成这种现象的原因目前还正在进一步研究中。
2.5 药物靶点发生改变
副溶血性弧菌可以产生某种具有修饰作用的酶或改变药物作用的靶点,使抗菌药物不能正常与细胞接合或使抗菌药物与细胞的亲和力下降,从而减少抗菌药物对菌株产生的危害。细菌产生这种耐药机制主要有3种方式：改变细菌靶蛋白、产生新的靶位和增加靶蛋白的数量。目前,对几种常用抗菌药物的研究表明,氨基糖苷类和四环素类的作用靶位是位于核糖体上的50S亚基,β-内酰胺类的作用靶分子为青霉素结合蛋白(penicillin binding proteins,PBP)等,这些药物对靶点的作用具有很高的特异性,一旦这些抗菌药物作用的靶位结构发生细微的变化,抗菌药物就很难对菌株产生破坏作用,细菌就会表现为很强的耐药性；副溶血性弧菌还可以通过gyrA突变和parC突变使菌株对抗菌药物产生抵抗能力,使副溶血性弧菌对喹诺酮类药物产生抗性[45-46]；SAGA 等[47]在副溶血性弧菌中发现了与qnrA基因互为同源染色体的vpa0095基因,也证实副溶血性弧菌可以对喹诺酮类药物产生抗性。此外,副溶血性弧菌编码外膜蛋白的vpa0116基因也和菌株耐药有关,具有vpa0116基因的副溶血性弧菌在Na+浓度增加时会对庆大霉素的耐药性有所提高[48]。目前,对副溶血性弧菌药物靶点发生改变的研究相对较少,具体的作用机理还需要进一步研究考证[49]。
3 结语
本文主要综述了副溶血性弧菌使人和海产品致病的主要原因以及副溶血性弧菌产生耐药的几种方式,为副溶血性弧菌的进一步研究奠定了基础。但是,关于副溶血性弧菌对人体和水产品致病的机理以及副溶血性弧菌产生耐药的方式仍然存在许多盲区,如生物被膜形成调控的具体细节,外排泵工作有哪些影响因素,药物靶点发生改变的方式有哪些等,这也将是副溶血性弧菌下一步研究的热点。
[1] 唐震,乔昕,秦思,等.2015—2017年江苏省水产品中副溶血性弧菌污染状况及毒力基因与耐药性[J].江苏预防医学,2018,29(4):378-381.
TANG Z,QIAO X,QIN S,et al.Analysis of contamination status,virulence genes distribution and drug resistance of Vibrio parahaemolyticus in aquatic products of Jiangsu Province from 2015 to 2017[J].Jiangsu Journal of Preventive Medicine,2018,29(4):378-381.
[2] 李薇薇,王三桃,梁进军,等.2013年中国大陆食源性疾病暴发监测资料分析[J].中国食品卫生杂志,2018,30(3):293-298.
LI W W,WANG S T,LIANG J J,et al.Analysis of foodborne disease outbreaks in China mainland in 2013[J].Chinese Journal of Food Hygiene,2018,30(3):293-298.
[3] LETCHUMANAN V,CHAN K G,PUSPARAJAH P,et al.Insights into bacteriophage application in controlling Vibrio species[J].Frontiers in Microbiology,2016,7:1114.
[4] TENA D,ARIAS M,
LVAREZ B T,et al.Fulminant necrotizing fasciitis due to Vibrio parahaemolyticus[J].Journal of Medical Microbiology,2010,59(Pt 2):235-238.
[5] 江艳华,姚琳,李风铃,等.青岛市售养殖海水虾中副溶血性弧菌的分离及耐药性分析[J].中国人兽共患病学报,2013,29(5):516-519.
JIANG Y H,YAO L,LI F L,et al.Isolation and antimicrobial resistance of Vibrio parahaemolyticus in farmed marine shrimps from Qingdao markets[J].Chinese Journal of Zoonoses,2013,29(5):516-519.
[6] GUTIERREZ WEST C K,KLEIN S L,LOVELL C R.High frequency of virulence factor genes tdh,trh,and tlh in Vibrio parahaemolyticus strains isolated from a pristine estuary[J].Applied and Environmental Microbiology,2013,79(7):2 247-2 252.
[7] LETCHUMANAN V,CHAN K G,LEE L H.Vibrio parahaemolyticus:A review on the pathogenesis,prevalence,and advance molecular identification techniques[J].Frontiers in Microbiology,2014,5:705.
[8] COSTA R A,ARA
JO R L,DOS FERNANDES VIEIRARH S.Hemolytic and urease activities in Vibrios isolated from fresh and frozen oysters[J].Revista Da Sociedade Brasileira De Medicina Tropical,2013,46(1):103-105.
[9] HONDA T,NI Y X,MIWATANI T,et al.The thermostable direct hemolysin of Vibrio parahaemolyticus is a pore-forming toxin[J].Canadian Journal of Microbiology,1992,38(11):1 175-1 180.
[10] ZHANG L L,ORTH K.Virulence determinants for Vibrio parahaemolyticus infection[J].Current Opinion in Microbiology,2013,16(1):70-77.
[11] OHNISHI K,NAKAHIRA K,UNZAI S,et al.Relationship between heat-induced fibrillogenicity and hemolytic activity of thermostable direct hemolysin and a related hemolysin of Vibrio parahaemolyticus[J].FEMS Microbiology Letters,2011,318(1):10-17.
[12] DE KONING-WARD T F,ROBINS-BROWNE R M.Contribution of urease to acid tolerance in Yersinia enterocolitica[J].Infection and Immunity,1995,63(10):3 790-3 795.
[13] BURDETTE D L,SEEMANN J,ORTH K.Vibrio VopQ induces 
kinase-independent autophagy and antagonizes phagocytosis[J].Molecular Microbiology,2009,73(4):639-649.
[14] BURDETTE D L,YARBROUGH M L,ORVEDAHL A,et al.Vibrio parahaemolyticus orchestrates a multifaceted host cell infection by induction of autophagy,cell rounding,and then cell lysis[J].PNAS,2008,105(34):12 497-12 502.
[15] LUONG P,KINCH L N,BRAUTIGAM C A,et al.Kinetic and structural insights into the mechanism of AMPylation by VopS fic domain[J].Journal of Biological Chemistry,2010,285(26):20 155-20 163.
[16] SALOMON D,GUO Y R,KINCH L N,et al.Effectors of animal and plant pathogens use a common domain to bind host phosphoinositides[J].Nature Communications,2013,4:2973.
[17] PARANJPYE R,HAMEL O S,STOJANOVSKI A,et al.Genetic diversity of clinical and environmental Vibrio parahaemolyticus strains from the Pacific Northwest[J].Applied and Environmental Microbiology,2012,78(24):8 631-8 638.
[18] HAM H,ORTH K.The role of type III secretion System 2 in Vibrio parahaemolyticus pathogenicity[J].Journal of Microbiology,2012,50(5):719-725.
[19] TROSKY J E,MUKHERJEE S,BURDETTE D L,et al.Inhibition of MAPK signaling pathways by VopA from Vibrio parahaemolyticus[J].Journal of Biological Chemistry,2004,279(50):51 953-51 957.
[20] BARBIERI J T,SUN J.Pseudomonas aeruginosa ExoS and ExoT[J].Reviews of Physiology,Biochemistry and Pharmacology,2004,152:79-92.
[21] ZHOU X H,MASSOL R H,NAKAMURA F,et al.Remodeling of the intestinal brush border underlies adhesion and virulence of an enteric pathogen[J].mBio,2014,5(4):e01639-14.
[22] ZHANG L L,KRACHLER A M,BROBERG C A,et al.Type III effector VopC mediates invasion for Vibrio species[J].Cell Reports,2012,1(5):453-460.
[23] OKADA R,ZHOU X H,HIYOSHI H,et al.The Vibrio parahaemolyticus effector VopC mediates Cdc42-dependent invasion of cultured cells but is not required for pathogenicity in an animal model of infection[J].Cellular Microbiology,2014,16(6):938-947.
[24] KODAMA T,ROKUDA M,PARK K S,et al.Identification and characterization of VopT,a novel ADP-ribosyltransferase effector protein secreted via the Vibrio parahaemolyticus type III secretion system 2[J].Cellular Microbiology,2007,9(11):2 598-2 609.
[25] CALDER T,KINCH L N,FERNANDEZ J,et al.Vibrio type III effector VPA1380 is related to the cysteine protease domain of large bacterial toxins[J].PLoS One,2014,9(8):e104387.
[26] FRIDMAN C M,KEPPEL K,GERLIC M,et al.A comparative genomics methodology reveals a widespread family of membrane-disrupting T6SS effectors[J].Nature Communications,2020,11:1085.
[27] JIANG N,TANG L,XIE R Q,et al.Retraction Note:Vibrio parahaemolyticus RhsP represents a widespread group of pro-effectors for type VI secretion systems[J].Nature Communications,2019,10:1 277.
[28] RUSSELL A B,PETERSON S B,MOUGOUS J D.Type VI secretion system effectors:Poisons with a purpose[J].Nature Reviews Microbiology,2014,12(2):137-148.
[29] JANA B,FRIDMAN C M,BOSIS E,et al.A modular effector with a DNase domain and a marker for T6SS substrates[J].Nature Communications,2019,10:3595.
[30] LEE L H,AB MUTALIB N S,LAW J W,et al.Discovery on antibiotic resistance patterns of Vibrio parahaemolyticus in Selangor reveals carbapenemase producing Vibrio parahaemolyticus in marine and freshwater fish[J].Frontiers in Microbiology,2018,9:2513.
[31] YANO Y,HAMANO K,SATOMI M,et al.Prevalence and antimicrobial susceptibility of Vibrio species related to food safety isolated from shrimp cultured at inland ponds in Thailand[J].Food Control,2014,38:30-36.
[32] COSTERTON J W,STEWART P S,GREENBERG E P.Bacterial biofilms:A common cause of persistent infections[J].Science,1999,284(5 418):1 318-1 322.
[33] MIZAN M F R,ASHRAFUDOULLA M,SADEKUZZAMAN M,et al.Effects of NaCl,glucose,and their combinations on biofilm formation on black tiger shrimp(Penaeus monodon) surfaces by Vibrio parahaemolyticus[J].Food Control,2018,89:203-209.
[34] ELEXSON N,AFSAH-HEJRI L,RUKAYADI Y,et al.Effect of detergents as antibacterial agents on biofilm of antibiotics-resistant Vibrio parahaemolyticus isolates[J].Food Control,2014,35(1):378-385.
[35] YILDIZ F H,VISICK K L.Vibrio biofilms:So much the same yet so different[J].Trends in Microbiology,2009,17(3):109-118.
[36] CHUNG C H,FEN S Y,YU S C,et al.Influence of oxyR on growth,biofilm formation,and mobility of Vibrio parahaemolyticus[J].Applied and Environmental Microbiology,2016,82(3):788-796.
[37] KIRN T J,JUDE B A,TAYLOR R K.A colonization factor links Vibrio cholerae environmental survival and human infection[J].Nature,2005,438(7069):863-866.
[38] WELLINGTON E M,BOXALL A B,CROSS P,et al.The role of the natural environment in the emergence of antibiotic resistance in Gram-negative bacteria[J].The Lancet Infectious Diseases,2013,13(2):155-165.
[39] PARTRIDGE S R.Analysis of antibiotic resistance regions in Gram-negative bacteria[J].FEMS Microbiology Reviews,2011,35(5):820-855.
[40] BISCHOFF K M,WHITE D G,MCDERMOTT P F,et al.Characterization of chloramphenicol resistance in beta-hemolytic Escherichia coli associated with diarrhea in neonatal swine[J].Journal of Clinical Microbiology,2002,40(2):389-394.
[41] LI L,WANG Q Y,ZHANG H,et al.Sensor histidine kinase is a β-lactam receptor and induces resistance to β-lactam antibiotics[J].PNAS,2016,113(6):1 648-1 653.
[42] CHIOU J C,LI R C,CHEN S.CARB-17 family of β-lactamases mediates intrinsic resistance to penicillins in Vibrio parahaemolyticus[J].Antimicrobial Agents and Chemotherapy,2015,59(6):3 593-3 595.
[43] PIDDOCK L J V.Multidrug-resistance efflux pumps-not just for resistance[J].Nature Reviews.Microbiology,2006,4(8):629-636.
[44] OTSUKA M,YASUDA M,MORITA Y,et al.Identification of essential amino acid residues of the NorM Na+/multidrug antiporter in Vibrio parahaemolyticus[J].Journal of Bacteriology,2005,187(5):1 552-1 558.
[45] WIEDEMANN B,HEISIG P.Mechanisms of quinolone resistance[J].Infection,1994,22(2):S73-S79.
[46] STEINLECHNER S,KING T S,CHAMPNEY T H,et al.Comparison of the effects of β-adrenergic agents on pineal serotonin N-acetyltransferase activity and melatonin content in two species of hamsters[J].Journal of Pineal Research,1984,1(1):23-30.
[47] SAGA T,AKASAKA T,TAKASE H,et al.First detection of the plasmid-mediated quinolone resistance determinant qnrA in Enterobacteriaceae clinical isolates in Japan[J].International Journal of Antimicrobial Agents,2007,29(6):738-739.
[48] 周海波, 薛峰,高璐,等.副溶血性弧菌vpa0166基因与耐药性相关性研究[J].中国人兽共患病学报,2018,34(6):509-514.
ZHOU H B,XUE F,GAO L,et al.Relationship between vpa0166 gene and drug resistance of Vibrio parahemolyticus[J].Chinese Journal of Zoonoses,2018,34(6):509-514.
[49] 赵禹宗.质粒介导动物源性肠杆菌科细菌多药耐药性研究[D].锦州:渤海大学,2018.
ZHAO Y Z.The mechanism of plasmid-mediated multidrug resistance of Enterobacteriaceae isolated from food-producing animals[D].Jinzhou:Bohai University,2018.