白酒的酿造过程实际上是各种微生物代谢的过程,微生物是白酒酿造的主导,广泛存在于白酒发酵的各个阶段,通过调节体系中微生态菌群和底物之间的平衡,使发酵有效进行[1]。霉菌是白酒发酵过程中至关重要的微生物之一,其分泌多种酶,如淀粉酶、糖化酶和蛋白酶等。糖化酶将原料中的淀粉分解为可溶性葡萄糖,随后这些糖分被酵母菌转化为乙醇。糖化酶的活性直接影响着淀粉的转化效率,因此,将产糖化酶活力较高的菌株应用于白酒酿造,对于提高白酒的出酒率具有重要意义。
白曲霉在四川、湖南及河北等地的土壤、酒曲、霉米中均有分离[2]。白曲霉菌丛呈肉桂色,其菌丝无色,细胞壁厚,小梗不呈分枝状,孢子为球形,成熟后呈刺状且颜色较深,该菌分泌多种酶系,包括α-淀粉酶、糖化酶、酸性蛋白酶以及羟基肽酶等,其糖化能力强,具备生酸和液化能力,具有耐酸性高、培养条件粗放等特点[3]。在高酸度、高蛋白质的酒醅环境中,白曲霉可以充分发挥其高效的糖化酶和酸性蛋白酶的优势,加速粮食原料颗粒的溶解,增强代谢发酵过程中的糖化作用,同时促进了对淀粉的有效利用,这些特性有助于提高白酒的出酒率,并促进风味物质的生成[4],将白曲霉作为功能菌用于白酒的酿造中,对提升白酒的品质具有一定重要意义。
小曲白酒因其用曲量少、发酵时间短、出酒率高等多种优势而得到大力发展。小曲白酒产区覆盖全国,四川、重庆等地区按照对应工艺生产的小曲白酒,称为川法小曲白酒。小曲白酒酒体颜色清亮透明、无沉淀,无杂质,清香纯正、醇厚绵甜,丰满细腻,协调爽净[5-6]。然而,一些消费者认为小曲白酒香味不饱满,酒体淡薄,余味不足,易出现“酯低醇高”的现象[7]。为解决这一问题,许多学者进行了研究,SU等[8]研究发现,扣囊复膜酵母强化发酵使得白酒中酯类物质的含量增加11.8%。利用黑曲霉制备成麸曲并应用于白酒酿造,发现其可提高白酒的出酒率,并显著增加了酒体中乙酸乙酯和棕榈酸乙酯等物质的含量[9]。为了进一步提升川法小曲白酒中的酯类物质含量,并保持其高出酒率的特性,需要选择糖化能力强,并且对风味物质有一定贡献的菌株用于川法小曲白酒的酿造中。
1 材料与方法
1.1 材料与试剂
浓香大曲Q1、Q2,取自川南某浓香型酒厂;酱香大曲Q3、Q4,取自川南某酱香型酒厂;吉林粳高粱、糠壳、麸皮、马铃薯,市购;清香小曲,市售;酵母膏、PDA培养基、筛选培养基、常用药品均为分析纯,成都市科龙化工试剂厂;乳酸石炭酸棉蓝染液,福州飞净生物科技有限公司。
马铃薯葡萄糖琼脂(potato dextrose agar,PDA)培养基:马铃薯 200 g去皮切块,煮沸20 min后过滤取汁,葡萄糖 20 g,琼脂 20 g,蒸馏水定容至1 000 mL。121 ℃高压灭菌20 min。不添加琼脂为马铃薯葡萄糖肉汤(potato dextrose broth, PDB)培养基。
筛选培养基:可溶性淀粉10 g,蛋白胨5 g,NaCl 5 g,琼脂15～20 g,蒸馏水定容至1 000 mL,调节pH值至7.0。121 ℃高压灭菌20 min。
1.2 仪器与设备
164-5070电泳仪、T100型PCR仪、ChemiDocXPS+凝胶成像仪,美国BIO-RAD公司;显微照相及图像采集,德国徕卡仪器有限公司;NanoDrop 2000微量核酸蛋白浓度测定仪,美国Thermo Scientific公司;LZP-950.2色谱柱、7890B-7000D型GC-MS联用仪、8890气相色谱-氢火焰离子检测器,美国安捷伦公司;50/30 DVB/CAR/PDMS萃取头,德国默克仪器公司。
1.3 实验方法
1.3.1 大曲DNA提取
将Q1、Q2、Q3、Q4粉碎过40目筛,称取10 g,加入25 mL已灭菌冷却的0.1 mol/L PBS,加入无菌玻璃珠后涡旋振荡30 min;用PBS重复洗涤3次,离心收集上清液(300×g,5 min);将全部上清液离心收集沉淀(9 000×g,3 min),用PBS洗涤3次。使用酚-氯仿法进行DNA的提取[10]。
采用NanoDrop 2000对DNA的浓度和纯度进行测定,并辅以1%琼脂糖凝胶电泳技术来评估DNA提取的质量。将符合要求的DNA样本提交至上海美吉生物医药科技有限公司,对样本中真菌ITS区进行扩增处理。将扩增的基因片段利用Pacbio Sequel Ⅱ System进行测序,对获得的有效序列利用Qiime2软件的DADA2插件进行ASV聚类。真菌选用Unite(http://unite.ut.ee/index.php)数据库。
1.3.2 霉菌的纯化分离
取10 g大曲粉于90 mL无菌水中,30 ℃、150×g振荡30 min,采用梯度稀释法稀释大曲菌悬液。分别取上述稀释液100 μL,涂布于筛选培养基和PDA培养基上,放置于30 ℃的恒温培养箱中培养2～3 d,采用划线分离法将培养基上生长的不同霉菌菌落分别接种于PDA培养基上,培养2～3 d,重复操作3次。将初步鉴定的霉菌接种于PDA斜面培养基,30 ℃培养2～3 d,于4 ℃冰箱中保存备用。
1.3.3 产糖化酶活力较高菌株筛选
将纯化后的霉菌点植于糖化力初筛培养基中,30 ℃培养3 d,向培养皿内加入适量显色剂染色,静置后测量透明圈直径(D)和菌落直径(d),并计算水解圈(hydro-lysis circle,HC值)(HC=D/d)的大小,选择HC值较大的菌株,按照制曲工艺,分级制备三角瓶种曲与浅盘麸曲,参考《白酒生产技术全书》中斐林快速法测定麸曲糖化力[11]。糖化酶活力定义:1 g干曲在35 ℃、pH值4.6条件下,反应1 h,将可溶性淀粉分解为葡萄糖1 mg所需的酶量称为1个酶活力单位(U/g)。
1.3.4 菌株鉴定
将菌株点植于PDA培养基上,30 ℃培养3 d后观察菌落形态特征。用接种环从菌落边缘挑取带有孢子的菌丝于洁净载玻片上,加一滴乳酸石炭酸棉蓝染液,将菌丝挑散开,加盖玻片,于显微镜下观察菌丝特征,将菌株接种到灭菌后的PDB培养基中,30 ℃摇床培养3 d,取1～2个菌丝球置于2 mL离心管中,用PBS洗去菌丝体中的培养基并于13 000×g离心10 min,用移液枪去除多余液体。重复3次。参考1.3.1节提取DNA。采用50 μL体系进行DNA扩增,以NS1及NS4作为引物。在离心管中加入NS1和NS4各1 μL,模板DNA 1 μL,Taq PCR Master Mix 25 μL,超纯水22 μL。
PCR扩增程序:94 ℃预变性30 s,55 ℃退火30 s,72 ℃延伸90 s,循环30次,72 ℃终延伸10 min。并将扩增后的产物置于-20 ℃冰冻保存。
琼脂糖凝胶电泳:将PCR产物点样在凝胶上,120 V电泳20 min,于凝胶成像系统成像。
将合格的PCR产物送往Sangon Biotech公司进行测序。用DNA star软件对序列进行拼接与校正,在NCBI数据网站上进行Blast比对,选择与之相近的标准菌株的基因序列,使用MEGA 11软件进行邻接法构建系统发育树。
1.3.5 川法小曲白酒酿酒试验
参照川法小曲白酒酿造工艺进行模拟试验[12],以5 L保温桶为发酵容器。发酵时对照组(X1)加入0.6%小曲和0.2%灭菌麸皮,强化发酵组(X2)加入0.6%小曲和0.2%白曲霉麸曲,发酵结束后进行蒸馏,弃酒头10 mL,接收200 mL基酒用于风味物质的检测,并对发酵完成的酒醅进行理化指标的测定。酒醅水分的测定参考GB 5009.3—2016《食品安全国家标准 食品中水分的测定》中直接干燥法,酸度、淀粉和还原糖含量测定参考DB 34/T 2264—2014《固态发酵酒醅分析方法》,酒精度测定参考文献[13]的方法。
1.3.6 风味物质测定
利用顶空固相微萃取气相色谱质谱联用技术(headspace solid-phase microextraction gas chromatography-mass spectrometry,HS-SPME-GC-MS)对白酒样品进行定性和半定量分析,取5 mL酒样装入顶空瓶,加入2 g NaCl,200 μL混合内标物,于45 ℃下平衡20 min,插入50/30 DVB/CAR/PDMS萃取头,萃取30 min,萃取完成后,迅速插入进样口,解析5 min。色谱条件及质谱条件参考文献[14]的方法并作适当调整。
采用氢火焰气相色谱(gas chromatography-flame ionization detector,GC-FID)对酒样的风味物质进行定量分析,吸取1 mL酒样于样品瓶中,采用外标法对酒样进行检测。色谱柱为LZP-950.2(50 m×0.32 mm×1 μm);分流比40∶1,进样量0.4 μL,进样口温度230 ℃,以高纯He为载气,流量1.0 mL/min,升温程序为:初始温度60 ℃保持3 min,以3 ℃/min升至90 ℃保持5 min,以3 ℃/min升至140 ℃保持2 min,以3 ℃/min升至150 ℃保持5 min,以3 ℃/min升至220 ℃后运行15 min。检测器温度设置250 ℃,H2流量40 mL/min,空气流量400 mL/min,尾吹气流量25 mL/min。
1.4 数据分析
试验数据用“平均值±标准差”表示,采用Origin 2022、Excel 2016作图,SPSS 22软件进行差异显著性分析及多重比较,采用MEGA 11绘制系统发育树,采用SIMCA 14.1对挥发性风味物质进行偏最小二乘判别分析(partial least squares discriminant analysis,PLS-DA)。
2 结果与分析
2.1 不同类型大曲真菌群落结构的差异
利用高通量测序技术对4种大曲真菌群落结构进行了分析检测,图1显示了相对丰度>1%的真菌属,其余归为others。从4种大曲中共检测出10种真菌属,Q1中优势真菌属(相对丰度>5%)为曲霉属(Aspergillus)、根霉属(Rhizopus)、嗜热真菌属(Thermomyces),Q2优势真菌属为Aspergillus、Rhizopus、Thermomyces、Wallemia、假丝酵母属(Candida),Q3和Q4优势菌属为Aspergillus、Rhizopus,Q4中Aspergillus相对丰度最高。因此后续将以Q4为菌源分离筛选目的菌株。
图1 基于属水平的大曲样品中真菌群落结构
Fig.1 Fungal community structure based on genus level
2.2 霉菌分离筛选结果
采用筛选培养基和PDA两种培养基从Q4中分离纯化出8株曲霉菌,依次编号为J1～J8。将分离得到的8株曲霉菌点植在糖化力初筛培养基上,培养3 d后,在平板上滴加显色剂,透明圈的大小反映淀粉酶活性的强弱程度[15]。如图2-a所示,分离出的8株菌均可产生透明圈,但透明圈大小存在显著差异(P<0.05),HC值最大的菌株是J2,其次为J3,J6的HC值最小,将HC值较大的J1、J2、J3、J5菌株筛选出来,按照麸曲制备工艺,制备浅盘麸曲,测定麸曲的糖化酶活力,结果如图2-b所示,4株菌的糖化酶活力分别为452、995.33、877.33、552 U/g,J2的糖化酶活力显著高于其余3株菌(P<0.05),因此,选择J2为目标菌株用于后续试验。
a-菌株HC值;b-菌株糖化酶活力
图2 菌株筛选结果
Fig.2 Strain screening results
注:不同小写字母表示组间存在显著性差异(P<0.05)。
2.3 J2菌株鉴定结果
结合菌落形态和孢子形态对菌株J2进行鉴定,如图3所示,菌株J2呈白色,蓬松隆起,呈放射状,菌落表面较为湿润,表面附有大量孢子,孢子梗较长,无隔,分生孢子头的顶囊近似球形,符合曲霉属特征。
a-菌株菌落形态图;b-菌株孢子形态图
图3 菌株形态学鉴定结果(200×)
Fig.3 Morphological identification results of strains(200×)
a-PCR扩增产物凝胶电泳图;b-系统发育树
图4 菌株分子生物学鉴定结果
Fig.4 Molecular biological identification results of strains
采用酚-氯仿法提取J2菌株DNA,使用NS1和NS4引物进行PCR扩增后,通过1%琼脂糖凝胶电泳验证PCR扩增的结果,如图4-a所示,从左到右依次是marker、J2,菌株J2电泳条带在1 000～1 500 bp,符合引物扩增条带大小[16]。根据测序结果构建系统发育树(图4-b),菌株J2与白曲霉(Aspergillus candidus) 123菌株(MK998671.1)亲缘关系最近,经Blast比对分析,其同源性为99.62%。结合形态学及分子生物学鉴定,将菌株J2鉴定为白曲霉(Aspergillus candidus)。
2.4 白曲霉麸曲在川法小曲白酒中的应用
2.4.1 白曲霉麸曲对川法小曲酒醅理化指标的影响
如图5所示,发酵后酒醅水分含量在67%～68%,强化组X2酒醅水分高于对照组X1,但不显著(P>0.05)。发酵完成后X2酒醅酸度在10～15 mmol/100 g,显著高于X1酒醅酸度(P<0.05),这是因为白曲霉加速淀粉水解,生成更多的还原糖,促使产酸细菌快速繁殖,释放出酸性物质,此外,白曲霉本身也会释放酸性物质[17]。发酵完成后,X1与X2的还原糖含量没有显著差异(P>0.05),而X2的酒醅淀粉含量明显低于X1(P<0.05),2组淀粉含量在11.5%～15.5%,这表明白曲霉产生的糖化酶加速了高粱中淀粉的水解,提高了淀粉利用率。X2的原料出酒率显著高于X1,这是由于X2产生了更多乙醇。然而,X2的淀粉出酒率明显低于X1,这可能是由于X2中消耗的淀粉生成了更多的风味物质。
图5 酒醅理化指标与出酒率比较
Fig.5 Comparison of physicochemical indices of the zaopei and alcohol yield
注:*表示差异显著(P<0.05)。
2.4.2 白曲霉麸曲对川法小曲白酒挥发性风味物质的影响
利用HS-SPME-GC-MS对酒厂小曲白酒样品(XQ1、XQ2和XQ3)及对照组(X1)和强化发酵组(X2)进行检测分析,对5种酒样中检测出风味物质共计36种,其中酯类20种、醇类9种、酸类1种、醛类4种、其他物质2种。5种川法小曲白酒的风味物质种类相似,主要风味物质为酯类,其次为醇类。如图6-a所示,5种小曲白酒在PLS-DA得分图上明显分开,XQ1、XQ2、X1和X2位于横轴正半轴,XQ3位于横轴负半轴,表明5种小曲白酒的风味物质具有一定差异性。本次分析中,自变量拟合指数(R2X)为0.846,因变量拟合指数(R2Y)为0.991,模型拟合指数(Q2)为0.937,R2和Q2均大于0.5,表明模型可接受。如图6-b所示,进行随机分组200次的置换检验发现R2和Q2回归曲线斜率都为正,表明该模型不存在过度拟合现象,模型验证有效。
a-散点图;b-置换检验图
图6 不同小曲白酒风味物质PLS-DA结果
Fig.6 PLS-DA results of flavor compounds in different Xiaoqu Baijiu
对检测出的这36种物质进行变量重要性得分(variable importance in projection,VIP)值分析,当该物质的VIP值>1时表示该物质为重要变量 [18]。如图7所示,共有17种物质VIP值>1,从大到小分别为乙酸乙酯、棕榈酸乙酯、异丁醇、正丁醇、丁二酸二乙酯、正己醇、苯甲酸乙酯、苯乙酸乙酯、乙缩醛、乳酸乙酯、正丙醇、异戊醇、甲醇、乙酸、乙酸苯乙酯、乙醛和糠醛。
图7 风味物质变量重要性得分值图
Fig.7 Flavor substance VIP value
对小曲白酒中VIP值>1的挥发性风味物质进行定量分析,结果如表1所示,为了更直观的比较不同小曲白酒间的风味物质差异,利用表1中的数据构建XQ1、XQ2、XQ3、X1和X2共5种小曲白酒的差异风味物质含量热图(图8)。
表1 五种川法小曲白酒挥发性风味物定量结果
Table 1 Quantitative results of volatile flavor compounds
编号化合物香气阈值/(μg/L)[19]香气物质含量/(mg/L)XQ1XQ2XQ3X1X2香气特征[20]1乙酸乙酯32 551.601 071.43±62.80b1 026.44±24.02b590.95±3.27d728.76±32.65c1 675.46±91.95a苹果香、菠萝香2棕榈酸乙酯39 299.3529.59±2.69b36.36±5.51ab43.62±5.88a45.77±7.89a46.33±8.74a坚果香3异丁醇28 300.00102.79±39.34b142.67±15.91b411.68±5.53c951.08±44.27a860.01±42.36b溶剂味、苦味4正丁醇2 733.352.33±0.14b3.22±0.22a2.38±0.41b2.36±0.23b2.21±0.33b水果香5丁二酸二乙酯353 193.254.92±0.47b9.25±0.96a7.56±0.87b5.84±0.50b7.20±0.19b甜香6正己醇5 370.001.29±0.29b3.44±0.23a1.17±0.18b1.43±0.36b1.60±0.27b青草香、花香7苯甲酸乙酯1 430.000.16±0.02b3.32±0.57a0.28±0.02b0.40±0.05b0.44±0.05b花香8苯乙酸乙酯406.830.49±0.19b0.17±0.03c0.87±0.04a0.42±0.03b0.89±0.08a水果香9乙缩醛2 090.00255.33±5.19a101.28±8.12d171.20±5.30b131.03±2.92c108.09±5.16d陈味10乳酸乙酯128 083.80109.33±14.71e774.21±15.56a406.07±0.56d448.97±32.76c572.57±11.58b水果香、青草香
续表1
编号化合物香气阈值/(μg/L)[19]香气物质含量/(mg/L)XQ1XQ2XQ3X1X2香气特征[20]11正丙醇53 952.63105.95±24.10c78.81±1.42d316.63±0.69a138.93±8.50b124.17±6.17bc青草香、花香12异戊醇179 190.83151.76±114.18d289.44±6.30c926.00±2.55b1 143.71±53.71a1 067.84±53.42a臭味13甲醇90 000.0026.99±1.43c34.58±1.99b42.79±1.63a17.63±2.62d26.47±3.01c—14乙酸160 000.00582.64±39.88b556.89±17.98b298.18±2.33d489.74±22.79c1 116.57±52.18a醋味、酸15乙酸苯乙酯909.000.41±0.17d7.07±2.92c2.53±0.11d25.18±1.01b40.49±0.99a玫瑰花香16乙醛1 200.0079.32±3.37d118.83±13.69c171.40±12.43b167.75±27.74b222.23±17.37a青草香17糠醛44 029.733.35±0.26b3.57±0.13a3.37±0.35ab3.07±0.07b3.58±0.11a焦糊臭、坚果香
注：不同白酒的同种风味物质含量差异用字母表示,不具有相同字母表示差异显著(P<0.05);—,无相关信息。
图8 五种小曲白酒的GC定量热图
Fig.8 GC quantitative heat map of 5 kinds of Xiaoqu Baijiu
对5种川法小曲白酒中的风味物质物质进行分析,酯类主要差异物质有乙酸乙酯、棕榈酸乙酯、苯乙酸乙酯、乳酸乙酯和乙酸苯乙酯。强化组X2中乙酸乙酯含量达到1 675.46 mg/L,分别是酒厂小曲白酒样品的1.56、1.63、2.83倍,是对照组的2.3倍。强化组X2的乳酸乙酯含量为572.57 mg/L,显著高于酒厂样品XQ1、XQ3和对照组X1,与对照组相比,乳酸乙酯提高了123.6 mg/L,此外,与对照组相比,强化组中乙酸苯乙酯和苯乙酸乙酯的含量也显著增加(P<0.05)。醇类物质也有较大差异,强化发酵组中异丁醇的含量为860.01 mg/L,相比对照组显著降低(P<0.05),而正丁醇、正己醇、正丙醇和异戊醇则没有显著差异(P>0.05)。酸类物质中强化组乙酸含量显著增加,分别是酒厂小曲白酒的1.92、2.00、3.74倍,是对照组的2.28倍。
3 结论与讨论
近年来伴随着高通量测序技术的发展,对大曲中的真菌菌群分析以有较为完善的研究,曲霉属(Aspergillus)由于其对高温有较高的耐受性,是高温大曲中常见的优势真菌属,对酿造过程中风味物质的形成与微生物群落结构演替起着至关重要的作用[21-22]。本研究基于高通量测序技术,4种大曲中的真菌群落结构进行分析,结果表明4种不同来源的大曲真菌群落结构相似,均有曲霉属的分布,其中酱香大曲Q4中的曲霉属相对丰度较高,超过了60%。唐佳代等[23]研究发现酱香大曲中曲霉属是相对丰度最高,王鑫等[24]也发现,在黑曲、白曲、黄曲3种常见的高温大曲中,曲霉属是优势菌属,平均相对含量在11.76%左右。可见将Q4作为筛选白曲霉的来源,具有一定科学依据。通过对Q4中的霉菌进行分离纯化,得到一株产糖化酶活力较高的菌株J2,结合菌落形态和分子生物学鉴定为白曲霉(Aspergillus candidus),所制备的白曲霉麸曲糖化力达到995.33 U/g。
将菌株制备为强化发酵剂应用到酒类酿造中是一种常用的模式。以麸曲为介质,通过强化发酵将白曲霉应用到小曲清香型白酒的酿造中,发现白曲霉麸曲能提高小曲清香型白酒的淀粉利用率、原料出酒率。发酵完成时淀粉含量的多寡折射了微生物对高粱原料的利用情况。发酵完成,2组淀粉含量在11.5%～15.5%。王瑞鑫等[25]将根霉应用到小曲白酒发酵中,发酵结束酒醅中淀粉含量在10%～12%。强化组的酒醅淀粉含量明显低于对照组,这是由于白曲霉产生的糖化酶、液化酶[4]等,能够促进淀粉分解,为乙醇与风味物质的生成提供前体物质,生成了更多乙醇,从而提高了强化组的原料出酒率与淀粉利用率,同时由于生成了更多的风味物质,淀粉出酒率有所下降。周秋爽[26]将白曲霉应用到酱香型白酒液态发酵中,也提高了出酒率,增加了酒中的风味物质。
酯类化合物是构成中国白酒独特香气的重要成分,中国白酒的标志性特征之一便是其浓郁的酯香气[27]。乙酸乙酯散发着水果般的香气和甜蜜气息,其含量的高低在很大程度上决定了清香型白酒的品质与风格[28]。强化组中乙酸乙酯的含量达到1 675.46 mg/L,是对照组的2.3倍。乳酸乙酯赋予酒体甜香和水果香气,还可以丰富酒体。强化组乳酸乙酯含量达到572.57 mg/L,也显著高于酒样XQ1、XQ3与对照组,其他部分酯类相比对照组,强化组的含量也显著提升。高级醇中,异丁醇带有溶剂的气味和刺激性,含量过高会影响白酒品质[29]。强化组的异丁醇含量显著低于对照组,相比降低了91.07 mg/L。将白曲霉应用到川法小曲白酒酿造中,提高了乙酸乙酯等酯类的含量,降低高级醇中异丁醇的含量。白曲霉具有一定生酸能力[17],同时曲霉具有较高的酯化能力,能够促进短链羧酸与乙醇生成酯类物质[30],因此白曲霉的添加,促进了酯类物质的生成。高级醇主要由酵母代谢产生[31],推测一方面可能由于白曲霉的添加,抑制了产高级醇酵母的生长,造成菌群差异、代谢差异,另一方面,可能是白曲霉自身不产高级醇,当环境中的高级醇超出了白曲霉的耐受范围,产生了反馈机制,从而降低了高级醇的生成。赵港国等[32]将库德毕赤酵母通过强化发酵应用到清香型白酒中,总酯与乙酸乙酯分别提高了55%与76%。黄晓宁等[33]将1株地衣芽孢杆菌强化到白酒酿造中,提升了酒醅中风味物质的含量。
大曲是丰富的菌种资源库,具有许多潜在的功能菌株。本研究从酱香大曲中筛选出1株白曲霉,并应用到川法小曲白酒发酵中,提高了川法小曲白酒的出酒率与风味,提供了大曲功能微生物更多的应用途径,打破了大曲微生物在小曲白酒中的应用壁垒,实现功能微生物菌株的“移位应用”。
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