随着时代的发展,人们越来越重视食物的营养和健康。焙烤饼干因其易消化、携带方便等诸多优点成为人们日常饮食中最受欢迎的零食之一。饼干烘焙过程中美拉德反应、脂质氧化反应和焦糖化反应在赋予饼干一定的香气、色泽和风味的同时,也会产生一些危害物,如丙烯酰胺(acrylamide,AA)、5-羟甲基糠醛(5-hydroxymethylfurfural,5-HMF)和晚期糖基化终末产物(advanced glycation end products,AGEs)等,这些危害物质影响人体健康,对人体健康存在潜在风险[1]。

可食花卉在人类传统饮食和疗愈体系中扮演着举足轻重的角色,贯穿于众多文明和文化之中。它们融入食品加工和医药实践已深深植根于文化遗产,其用途远不止于美观和芳香,更涵盖了显著的营养和治疗价值[2-3]。然而,并非所有自然界存在的开花植物都被认为是可食用的。要被认定为可食用,它们必须满足一些基本要求,主要是无毒、无害,并且具有对人体有益的重要营养特性[4]。可食花卉具有丰富的营养成分和活性成分,包括类黄酮、花青素、酚类、花色苷、类胡萝卜素等植物化学物,具有较强的抗氧化活性、抗炎、抗癌、减肥、神经保护等功能[5-6]。

当前研究表明,一些植物酚类提取物可以抑制饼干热加工过程中危害物质的生成,例如:在饼干中添加质量分数1%的橄榄多酚[7]可显著抑制饼干热加工过程中AA,抑制率可达60%;在饼干中添加质量分数4%儿茶素[8]和质量分数0.75%的羟基酪醇[9]可显著抑制饼干热加工过程中5-HMF,抑制率分别为43.21%和52%。在曲奇饼干中添加茶素和姜黄素可显著抑制饼干热加工过程中AGEs[10]。然而,单一植物活性单体价格偏高,为此亟须寻找一种安全、便捷的方式,将有效的植物活性成分应用于烘焙饼干食品,以抑制烘焙制品中内源性危害物的形成,而食用花卉中富含多种有价值的植物活性物质,具有潜在的应用价值。

为此,本研究将富含植物活性成分的7种常见可食花卉(玫瑰花、牡丹花、栀子花、菊花、金银花、桂花和槐花)作为研究对象,分析不同可食花卉对饼干中危害物生成的影响。通过分析基本营养成分、多酚组成以及烘焙前后多酚组成的变化,探讨多酚与危害物抑制率的相关性,以确定可食花卉中抑制危害物生成的主要成分。最后,通过添加单一成分进一步评估其在饼干中抑制危害物的效果。为可食花卉在焙烤制品中的应用提供一定的理论基础。

1 材料与方法

1.1 材料与试剂

制作饼干的低筋面粉、白砂糖、食盐、食用油、可食花卉,市售;实验用水除特别说明外均为超纯水。

AA标准品(纯度>99%),德国DR Ehrenstorfer Gmbh;5-HMF标准品(纯度≥98%),上海源叶生物科技有限公司;CmL、d4-CmL,加拿大TRC公司;DNS试剂,北京索莱宝科技有限公司;MCX固相萃取小柱,上海安谱实验科技股份有限公司;HPLC级的甲醇和乙腈,德国Merck公司;螺旋盖密封厚壁压力管,上海立高仪器有限公司。

1.2 仪器与设备

JS39D-250型粉碎机,浙江苏泊尔股份有限公司;烤箱,美的集团(上海)有限公司;DHG-9035A型电热恒温鼓风干燥箱,上海圣科仪器设备有限公司;RV10真空旋转蒸发仪、RV10涡旋振荡器,艾卡(广州)仪器设备有限公司;DU-30恒温油浴锅,上海一恒科学仪器有限公司;多功能酶标仪,美国Biotek公司;LA8080氨基酸分析仪、F-7100荧光分光光度计,日本日立公司;Waters e2695高效液相色谱仪,Waters(上海)有限公司;Waters Acquity三重四极杆超高液相-质谱联用仪,Waters(上海)有限公司。

1.3 实验方法

1.3.1 可食花卉粉的制备

经干燥处理的各种可食花卉首先去除花萼,保留花瓣,花瓣经粉碎机粉碎后,过200目筛网得到花粉,将花粉封装于自封袋中,于-20 ℃下储存备用。

1.3.2 饼干的制备

饼干制作工艺参照GAO等[7]方法并稍做修改。基本配方由1.5 mL纯水、3.5 g白砂糖、0.1 g食盐、7.5 g低筋面粉和1.5 mL食用油组成。所有花卉饼干中花粉添加量均为总质量的1.5%,该添加量由饼干质构预试验所得。不同花粉添加量的饼干按照面粉质量的0%(对照)、1%、2%、3%、4%、5%替代面粉制备可食花卉饼干。所用低筋面粉基础营养成分约为8.5 g/100 g粗蛋白质,1.1 g/100 g粗脂肪,76.4 g/100 g碳水化合物。

饼干制作工艺流程:

白砂糖、食盐→水、油→面粉、花粉→和面→面团静置→擀面→模具成型→烘烤(上火165 ℃,下火150 ℃,烘烤14 min)→冷却→成品。

用粉碎机将部分饼干粉碎,保留部分完整的饼干,所有饼干样品在-20 ℃保存直到使用。

1.3.3 可食花卉基本成分的测定

1.3.3.1 还原糖的测定

采用DNS法测定还原糖含量[11]。葡萄糖标准曲线的制作:配制1 mg/mL的葡萄糖标准溶液,分别取0、0.2、0.4、0.6、0.8、1.0 mL溶液置于50 mL离心管中,分别加入1、0.8、0.6、0.4、0.2、0 mL蒸馏水,再分别加入2 mL DNS试剂,沸水浴中煮沸5 min,取出,自来水冷却至室温,加入蒸馏水9 mL,摇匀,在540 nm下测定其吸光度。

取经过粉碎的花粉0.5 g置于50 mL离心管中,加入蒸馏水10 mL于50 ℃水浴浸提40 min,不时摇匀,然后于3 000 r/min下离心10 min。将上清液转移至50 mL容量瓶中,样品重复提取1次,合并上清液,加水定容。取样品1 mL置于50 mL离心管内,其余操作按照与标准曲线相同的操作进行。

1.3.3.2 游离氨基酸的测定

根据ZHAO等[12]的方法稍作修改。准确称量1.0 g花粉,加入15 mL 0.02 mol/L稀盐酸,超声提取30 min,离心、过滤,得到提取液,沉淀再以同样方法提取1次,合并提取液,将提取液转移至50 mL容量瓶中,定容。取2 mL提取液,加入2 mL 质量分数9%磺基水杨酸溶液沉淀蛋白质后,离心,经0.22 μm滤膜过滤后采用氨基酸分析仪测定。

1.3.3.3 总糖的测定

称取样品0.5 g,加入约3 mL蒸馏水,转移至烧杯或三角瓶中,经12 mL蒸馏水冲洗后一并转移至容器中;向容器中加入10 mL 6 mol/L盐酸,搅拌均匀,煮沸30 min,不时搅拌;取两滴滴加于载玻片上,滴加一滴DNS显色液,检查是否水解完全,如已水解完全,则不显示蓝色;水解完毕后,冷却至室温,加入6 mol/L NaOH溶液,使溶液pH值至7.4,用蒸馏水定容至50 mL,混匀,4 000×g离心5 min或过滤;取上清液1 mL,加5 mL水稀释,取1 mL水解液,测定其还原糖含量,方法与还原糖的测定相同。

1.3.3.4 总蛋白的测定

按照GB 5009.5—2025《食品安全国家标准 食品中蛋白质的测定》中第一法-凯氏定氮法测定。

1.3.3.5 总脂肪的测定

按照GB 5009.6—2025《食品安全国家标准 食品中脂肪的测定》中第一法-索氏提取法测定。

1.3.4 饼干中AA和5-HMF的测定

AA和5-HMF的测定采用JIANG等[13]的方法,并稍作修改。称取4.0 g样品于50 mL离心管中,加入20 mL正己烷进行除脂,而后除去正己烷,重复3次以彻底脱脂,最后将装有样品的离心管放置于通风橱中,自然挥干残余的正己烷。向沉淀中加入20 mL的甲醇,混匀,超声波提取30 min,离心20 min(8 000×g),转移上清液至50 mL离心管中,向提取液中添加0.7 mL Carrez试剂Ⅰ(150 g/L乙酸锌溶液)和Carrez试剂Ⅱ(250 g/L亚铁氰化钾溶液),离心25 min(8 000×g),取出全部上清液,在温度为40 ℃下用旋转蒸发仪旋至近干,2 mL超纯水复溶。吸取1 mL并过0.22 μm滤膜,上机测定。

在配有二极管阵列检测器(photo-diode array,PDA)的HPLC上操作分析AA和5-HMF。色谱柱为YMC-Pack ODS C18(4.6 mm×250 mm,5 μm);进样量:AA进样量为30 μL,5-HMF进样量为10 μL;流动相是甲醇/水(体积比为1∶9),使用前过0.45 μm的滤膜,超声脱气15 min;柱温35 ℃;流速0.6 mL/min等度洗脱;紫外检测波长:AA为210 nm,5-HMF为284 nm;采用色谱峰的保留时间定性,外标法峰面积定量。

1.3.5 饼干中AGEs的测定

1.3.5.1 荧光性AGEs的测定

参考CHENG等[14]的方法,并稍作修改。取1.0 g粉碎过的饼干,加5 mL水,超声波提取20 min,10 000 r/min离心20 min,收集上清液。沉淀用2 mL水再提取2次,将所有上清液合并,用0.45 μm滤膜过滤,定容至10 mL。使用荧光分光光度计在325 nm/440 nm(激发波长/发射波长)下检测荧光性AGEs,光倍增器电压设置为700 mV,狭缝宽度为5 nm,荧光值以任意单位AU表达,表示样品中荧光性AGEs的含量。

1.3.5.2 CmL的测定

参考SHI等[15]的方法,并稍作修改。准确称取1.0 g磨碎的样品,加入5 mL正己烷,剧烈振荡,后在4 000 r/min下离心15 min,弃去上清液,重复3次以彻底除脂。将脱脂后的样品置于通风橱中,自然挥干残留的正己烷。向脱脂后的样品中加入1.5 mL硼酸盐缓冲液(0.2 mol/L,pH=9.2),然后加入1 mL硼氢化钠溶液(1 mol/L溶于0.01 mol/L NaOH溶液),4 ℃下还原过夜。向还原后的样品液中加入适量的三氯乙酸溶液(质量分数60%),使得最后样品液中三氯乙酸的质量分数为20%,静置于4 ℃冰箱中2 h,后在4 000 r/min下离心25 min,弃去上清液,保留沉淀。转移沉淀至螺旋盖密封厚壁压力管中,加入5 mL的盐酸(6 mol/L),将玻璃管内空气抽空并密封,110 ℃下孵育24 h。水解产物过滤并定容至10 mL,准确吸取1 mL,60 ℃下旋干,加入2 mL 0.1 mol/L盐酸,100 μL 0.4 μg/mL d4-CmL的内标溶液。重组的酸水解液采用MCX固相萃取小柱对样品进行纯化,首先用3 mL甲醇和3 mL 0.1 mol/L盐酸对小柱进行活化,接着上样,然后用3 mL 0.1 mol/L盐酸和3 mL超纯水依次淋洗,最后用6 mL 质量分数5%氨水甲醇溶液洗脱。洗脱液在40 ℃下减压旋干,复溶于1 mL超纯水中,通过0.22 μm水相滤膜,经HPLC-MS/MS检测分析。

色谱条件:色谱柱选用Shimadzu C18 column(2.1 mm×100 mm,3 μm);流动相A:甲醇,B:质量分数0.1%甲酸;流速0.2 mL/min;柱温35 ℃;进样量5 μL。梯度洗脱程序:0～0.1 min,5%A,95%B;0.2～6 min,60%A,40%B;7～9 min,100%A;10～15 min,5%A,95%B。

质谱条件:电离方式:电喷雾正离子方式(ESI+);检测方式:多反应检测(MRM);喷雾电压:3.55 kV;毛细管温度:350 ℃。母离子、子离子、锥孔电压等质谱参数如表1所示。选用离子对m/z 205>84对CmL进行定性,m/z 205>84对CmL进行定量,m/z 209>88对d4-CmL进行定量。

1.3.6 饼干抗氧化能力的测定

1.3.6.1 DPPH自由基清除率测定

用无水乙醇将DPPH配制成0.5 mmol/L的溶液,取1 mL在1.3.5.1节中制备的饼干水提液与1 mL DPPH溶液混合,涡旋混匀,暗处反应 30 min,反应混合物用无水乙醇稀释至5.0 mL,在517 nm处测定吸光值。以1 mL水代替样品为空白组,其他操作不变,测定空白组的吸光度,饼干样品的DPPH自由基清除率计算如公式(1)所示:

DPPH自由基清除率

(1)

式中:A0,1 mL水与1 mL DPPH溶液的混合液的吸光值;A1,1 mL饼干水提液与1 mL DPPH溶液的混合液的吸光度。

1.3.6.2 还原力测定

将1 mL饼干水提液与2.5 mL磷酸盐缓冲液(0.2 mol/L, pH=6.6)、2.5 mL铁氰化钾溶液(质量分数1%)加入离心管中,涡旋混匀,50 ℃下水浴20 min,之后加入2.5 mL三氯乙酸溶液(质量分数10%)停止反应。混合物在3 000×g下离心10 min,取2.5 mL上清液与2.5 mL蒸馏水、0.5 mL氯化铁溶液(质量分数0.1%)混合。反应10 min后,于700 nm处测定吸光值。空白组将饼干水提液换成蒸馏水,其余不变。还原力的大小以吸光度表示。

1.3.6.3 羟自由基(·OH)清除率测定

在10 mL试管中,加入0.25 mL水杨酸-乙醇溶液(10 mmol/L)、0.25 mL FeSO4(10 mmol/L)/EDTA(4 mmol/L)、0.25 mL H2O2(8.8 mmol/L)、1 mL饼干水提液和3.25 mL去离子水,混合液在37 ℃下孵育60 min,用去离子水将体积定容至10 mL,在510 nm下测定其吸光度。·OH清除率计算如公式(2)所示:

(2)

式中:Y,清除率;As,样品的吸光度;Ab,对照的吸光度;Ac,不含H2O2的饼干水提液的吸光度。

1.3.7 可食花卉中多酚组分的测定

1.3.7.1 多酚的提取

称取可食花卉花粉各10 g,加热水100 mL,均质,超声提取30 min,过滤,保留上清液,对残渣重复提取2次,合并水提液,将水提液先进行旋蒸除去一部分水分,剩余的提取液放置于-80 ℃冰箱中冷冻,然后真空冷冻干燥48 h,得到可食花卉的多酚水提物。同样操作,将提取溶剂换成无水乙醇,最后用旋转蒸发仪将乙醇蒸发至干即得到可食花卉的多酚醇提取物。将所有提取物储存在-20 ℃直至使用。

1.3.7.2 多酚含量的测定

根据MARIUTTI等[16]的结论和WANG等[17]的方法,对上述得到的提取物中主要的多酚进行了分析,包括:丁香酸、咖啡酸、没食子酸、阿魏酸、绿原酸、原儿茶酸、对羟基苯甲酸、槲皮素、芦丁和毛蕊花糖苷。首先以色谱级甲醇为溶剂,将这些多酚配制成1 mg/mL标准储备液,稀释至50 mg/L的溶液,通过0.22 μm滤膜后进样。并根据预实验结果,将它们按一定比例混合,制成不同浓度的混合标准溶液。将多酚的提取物分别用超纯水和色谱级甲醇配成1 mg/mL的溶液,通过0.22 μm滤膜。使用配备光电二极管阵列检测器(PDA)的HPLC e2695系统(Waters)对这些酚类化合物进行鉴定和定量。色谱柱为YMC-Pack ODS C18色谱柱(250 mm×4.6 mm,5 μm),流动相A和B分别由0.1%的甲酸和乙腈组成,梯度洗脱:0～1 min,90%A;13 min,72%A;16 min,0%A;17 min,0%A;18 min,90%A;22 min,90%A。进样体积为10 μL,流速为1 mL/min。毛蕊花糖苷的检测波长为330 nm,其他多酚为280 nm,根据保留时间和紫外吸收光谱进行定性,外标法进行定量。所有提取物的分析一式三份进行。

1.3.8 可食花卉饼干烘焙前后多酚含量的测定

1.3.8.1 多酚的提取

称取可食花卉面团和饼干各5 g,加热水100 mL,均质,超声提取30 min,加入Carrez试剂Ⅰ(150 g/L乙酸锌溶液)和Carrez试剂Ⅱ(250 g/L亚铁氰化钾溶液)沉淀蛋白,过滤、离心,保留上清液,对残渣重复提取2次,合并水提液,将水提液先进行旋蒸除去一部分水分,剩余的提取液放置于-80 ℃冰箱中冷冻,然后真空冷冻干燥48 h,得到可食花卉的多酚水提物。同样操作,将提取溶剂换成无水乙醇,最后用旋转蒸发仪将乙醇蒸发至干即得到可食花卉的多酚醇提取物。将所有提取物储存在-20 ℃直至使用。

1.3.8.2 多酚含量的测定

同1.3.7.2节。

1.3.9 添加毛蕊花糖苷的饼干中危害物的测定

依据添加面粉质量1%、3%和5%桂花的饼干中毛蕊花糖苷的含量,将不添加可食花卉花粉的饼干作为空白对照、将对危害物有一定抑制效果的槐花饼干作为阴性对照,将对危害物有促进作用的玫瑰饼干作为阳性对照,向空白对照饼干、阴性对照(槐花饼干)和阳性对照(玫瑰饼干)中添加毛蕊花糖苷多酚,依照1.3.4节和1.3.5节的方法对饼干中危害物进行定性和定量分析。

1.4 数据处理

所有测试样品一式三份进行检测和分析,结果以“平均值±标准偏差”表示。采用GraphPad Prism 8.0绘图,使用SPSS 25.0进行数据分析,组间比较采用单因素方差分析-邓肯事后检验,P<0.05被认为具有显著性差异。

2 结果与分析

2.1 不同可食花卉对饼干中危害物生成的影响

常见的花卉消费方式是以天然状态装饰咸味或甜味菜肴,同时也被用作各种食品的馅料或配料,尤其是烘焙食品。此外,还可将具有独特香气、细腻风味、鲜艳色彩和富含生物活性成分的花卉作为食品组分,在增加食物风味的同时还有益于人体健康[18]。本实验在饼干中添加7种可食花卉花粉(玫瑰花、牡丹花、栀子花、菊花、金银花、桂花和槐花,饼干质量的1.5%),分别测定饼干中AA、5-HMF、荧光性AGEs和CmL的含量。结果如图1所示,只有桂花花粉和槐花花粉对饼干烘焙过程中AA的生成有显著的抑制效果(P<0.05),抑制率分别为25.97%和12.14%;其余花卉粉对AA的生成无抑制作用,反而起到促进效果,其中玫瑰花和牡丹花促进效果较强;只有桂花粉和槐花粉对5-HMF的生成抑制有显著的抑制效果(P<0.05),菊花粉对5-HMF的生成无抑制效果,而玫瑰花粉、金银花粉、牡丹花粉、栀子花粉对5-HMF的生成具有显著促进作用(P<0.05),其中玫瑰花粉对促进效果最强;所有可食花卉粉均对荧光性AGEs的生成具有显著抑制作用(P<0.05),其中金银花粉和桂花粉抑制效果较好,其次是玫瑰粉、栀子花粉和槐花粉;只有槐花粉和桂花粉对CmL的生成有显著的抑制效果(P<0.05),抑制率分别为21.80%和12.21%,添加玫瑰花粉、牡丹花粉、栀子花粉、菊花粉和金银花粉对CmL的生成具有显著促进作用(P<0.05)。综合来看,桂花粉和槐花粉对饼干中危害物的生成具有显著的抑制作用,结合危害物的生成机制分析,玫瑰花粉等可食花卉对饼干中危害物的生成具有较强的促进作用,可能与其本身含有的糖、还原糖和赖氨酸等危害物前体物有关,为此进一步通过分析7种花卉粉的基本营养成分对饼干中危害物生成的影响。

2.2 可食花卉的基本成分分析

可食花卉花瓣因其含有一定量的蛋白质、脂肪、碳水化合物,具有可观的食用价值[19]。但AA、5-HMF、荧光性AGEs和CmL的生成与食品中脂质、糖、还原糖、氨基酸(天冬氨酸、半胱氨酸和赖氨酸等)等前体物质相关。因此本实验继续分析7种可食花卉的总糖、还原糖、氨基酸、脂肪和蛋白质的含量,初步分析可食花卉营养成分对饼干热加工过程中危害物生成的影响。如表2所示,菊花和玫瑰花的总糖和还原糖含量较高。分别为(323.42±0.88) mg/g和(269.58±7.78) mg/g、(265.03±6.15) mg/g和(164.10±4.28) mg/g,均显著高于桂花和槐花(P<0.05),这可能是导致桂花和槐花饼干中危害物含量较低的原因之一。可食花卉的粗脂肪含量在0～2.5 mg/g,含量均较低可能无法通过有效的脂质氧化对饼干热加工过程中危害物的生成产生影响。赖氨酸是CmL生成的主要前体物质之一[20],槐花中含量最低为(1.21±0.06) mg/g,这可能是导致槐花饼干中CmL含量较低的原因之一,但桂花中赖氨酸含量最高,为(12.72±0.53) mg/g,但桂花饼干中CmL的含量也较低,因此营养成分作为危害物前体物质无法完全解释花卉粉的添加促进饼干热加工过程中危害物生成的原因,为此本实验通过不同添加量的实验继续探究可食花卉对饼干中危害物生成的影响。此外,7种可食花卉中粗蛋白含量在(118.09±2.64)～(240.75±4.89) mg/g,且除栀子花未检测出蛋氨酸外,其他可食花卉均检测到11种非必需氨基酸和7种必需氨基酸,具有一定的营养价值,可作为一种低脂食品组分添加至烘焙饼干中。

2.3 不同添加量的可食花卉对饼干中危害物生成的影响

本实验将对饼干热加工过程中危害物抑制效果较好的2种花卉(桂花和槐花),设置5个不同的添加量(面粉质量的1%、2%、3%、4%和5%),研究可食花卉添加量对AA、5-HMF、荧光性AGEs和CmL生成的影响。结果如图2-a和图2-b所示,2种可食花卉粉添加量在3%、4%、5%时,均可显著抑制AA和5-HMF的生成,抑制效果与添加量呈现正相关,且桂花粉对AA的抑制效果比槐花粉好,槐花粉对5-HMF的抑制效果比桂花粉好。此外,添加量为1%时,桂花粉和槐花粉对AA和5-HMF抑制效果不显著,这可能是由于花卉粉的还原糖的影响大于其含有的植物活性成分的影响,即如需添加桂花和槐花粉减少饼干热加工过程中产生的AA和5-HMF,其添加量至少为2%。

如图2-c所示,与对照组相比,2种可食花卉粉不同添加量均可显著抑制荧光性AGEs的生成,桂花对荧光性AGEs的抑制作用强于槐花。当添加量为5%时,桂花粉和槐花粉对饼干热加工过程中荧光AGEs的抑制率分别为58.99%和51.38%。

如图2-d所示,2种可食花卉粉添加量为3%、4%和5%时,均可显著抑制CmL的生成。当添加量为5%时,桂花粉和槐花粉对CmL的抑制率分别为29.22%和38.64%。有研究指出,赖氨酸可通过Hodge路径参与生成CmL,还可与乙二醛发生亲核加成-氧化反应生成CmL[21],而桂花中赖氨酸的含量大约为槐花的10.5倍(表2),这可能导致桂花粉对饼干热加工中CmL生成的抑制能力弱于槐花粉。综上,添加桂花粉对饼干中的危害物的抑制效果略强于槐花。

2.4 可食花卉对饼干抗氧化能力的影响

清除DPPH自由基可用来评价样品清除自由基的能力,即间接表示抗氧化物质清除脂质氧化过程中烷基自由基、·OH和过氧自由基的能力;清除·OH也可间接表示样品对脂质氧化的抑制效果;还原力可更直观地表示样品的抗氧化能力,结合这3种方式可以较全面地反映添加可食花卉抑制饼干中危害物的不同反应机制[22]。如图3所示,饼干提取液的DPPH自由基清除能力、·OH清除能力和还原力均与桂花粉和槐花粉的添加量呈正相关。其中槐花饼干的DPPH自由基清除能力、·OH清除能力强于桂花饼干,但桂花饼干的还原力强于槐花饼干。饼干的抗氧化能力在抑制烘焙过程中危害物生成方面发挥着决定性作用[23],结合可食花卉对饼干中AA、5-HMF、AGEs、CmL生成的影响(图2),对抗氧化结果进行分析,桂花粉对饼干中AA和AGEs的抑制效果大于槐花粉,对应桂花饼干较强的还原力;槐花粉对5-HMF的抑制效果比桂花粉好,对应槐花饼干较强的DPPH自由基清除能力和·OH清除能力。由此可得出结论,添加桂花粉和槐花粉可通过增加饼干体系的抗氧化能力抑制其热加工过程中危害物的产生。此外,7种可食花卉中桂花的粗蛋白含量最高,且在不同可食花卉对饼干中危害物生成的影响实验结果中显示,添加桂花花粉对饼干中危害物抑制效果最佳,因此可将桂花花粉作为优质的食品组分添加至饼干中。本实验继续通过分析桂花的多酚组成,以解析其发挥作用的主要植物活性成分。

2.5 可食花卉的主要多酚组成分析

GAO等[10]在果糖/葡萄糖-BSA模型及饼干中研究桂花对荧光性AGEs和CmL的抑制作用时得出结论,可食花卉中植物活性成分具有抗氧化、螯合金属离子以及捕获活性二羰基化合物的功效,是抑制食品热加工过程中危害物质产生的关键。为此,本实验采用不同的提取方式进一步分析桂花的主要植物活性成分,确定其发挥作用的主要物质,结果如表3所示。在桂花的提取物中共检出8种天然多酚,含量由高到低依次为毛蕊花糖苷>芦丁>绿原酸>对羟基苯甲酸>原儿茶酸>槲皮素>咖啡酸>丁香酸,其中毛蕊花糖苷的含量在水提物和醇提物中的含量均最高,分别为(414.46±27.65) mg/L和(452.32±28.34) mg/L,是其多酚的13.41～149.78倍,JIANG等[24]利用UPLC/PDA/MS检测出桂花中毛蕊花糖苷的含量最高,与本实验研究结果一致。桂花中植物活性成分较复杂,无法确定哪一种多酚为主要活性成分,为此进一步分析烘焙前后不同多酚含量的变化与抑制危害物的相关性。

2.6 桂花饼干烘焙前和烘焙后的多酚含量变化分析

对不同添加量(面粉质量的1%、2%、3%、4%和5%)的桂花饼干烘焙前和烘焙后的多酚含量进行测定,结果如表4所示。

桂花饼干烘焙之后,所有的多酚含量都发生显著性下降(P<0.05)甚至低于检测限未检出,可见桂花饼干中的多酚在高温烘焙过程中发生了降解或参与了饼干内部的化学反应。继续将不同添加量的桂花饼干烘焙前水提物和醇提物中多酚含量与该添加量下对危害物的抑制率做皮尔逊相关性分析,结果如图4所示。由图4-a可得,与AA抑制率、5-HMF抑制率和AGEs抑制率相关的桂花饼干水提物多酚有丁香酸、咖啡酸、绿原酸、原儿茶酸、对羟基苯甲酸和毛蕊花糖苷;与CmL抑制率相关的多酚有丁香酸、咖啡酸、绿原酸、原儿茶酸、对羟基苯甲酸、槲皮素和毛蕊花糖苷。其中丁香酸和对羟基苯甲酸与AGEs抑制率的相关性较强(P<0.001)。由图4-b可得,与AA抑制率、5-HMF抑制率、AGEs抑制率和CmL抑制率相关的桂花饼干醇提物多酚有丁香酸、咖啡酸、绿原酸、原儿茶酸、对羟基苯甲酸、槲皮素、芦丁和毛蕊花糖苷,其中对饼干烘焙中产生的AGEs抑制率相关性较强的为槲皮素和毛蕊花糖苷(P<0.001)。综上所述,丁香酸、对羟基苯甲酸和毛蕊花糖苷在桂花粉对饼干中危害物生成的抑制过程中发挥关键作用。虽然毛蕊花糖苷、丁香酸、对羟基苯甲酸对AGEs抑制率的相关性均较强,但在饼干提取物中毛蕊花糖苷的浓度分别为丁香酸和对羟基苯甲酸的91.61～165.00倍和36.89～84.88倍,为饼干体系提供的抗氧化能力远高于丁香酸和对羟基苯甲酸,桂花饼干的还原力在抑制烘焙过程中危害物生成方面发挥着决定性作用(图3),由此可以得出结论,毛蕊花糖苷是桂花粉中抑制饼干热加工过程中危害物的主要物质。

2.7 毛蕊花糖苷对饼干中危害物生成的影响

上述结果分析得到添加桂花粉对饼干中危害物生成的抑制能力较强的原因与桂花中富含毛蕊花糖苷有关。1%、3%和5%桂花粉添加量的饼干中毛蕊花糖苷的质量分别为1.54、4.63 mg/100 g面粉和7.72 mg/100 g面粉,为验证毛蕊花糖苷对饼干中危害物的抑制作用,本实验分别将这些含量的毛蕊花糖苷多酚化合物分别加入空白对照饼干、阴性对照(槐花饼干)和阳性对照(玫瑰饼干)中,对危害物进行测定,并与桂花饼干比较,结果如图5所示。当对照饼干中添加桂花饼干所含当量的毛蕊花糖苷后,除添加4.63 mg/100 g面粉毛蕊花糖苷的空白对照饼干对CmL的抑制与3%桂花粉添加量的饼干有显著性差异之外(P<0.05),其他空白对照饼干中的危害物的生成量与对应的桂花饼干中危害物的生成量无显著性差异(P>0.05),这与相关性分析结果一致,毛蕊花糖苷是桂花粉中抑制饼干热加工过程中危害物的主要物质(图4)。在槐花饼干中添加毛蕊花糖苷后,除对AA的抑制与空白对照和桂花饼干无显著性差异之外(P>0.05),其他阴性对照槐花饼干中5-HMF、AGEs和CmL均显著低于空白对照饼干和桂花饼干(P<0.05),说明在添加槐花粉对饼干中危害物抑制的基础上,毛蕊花糖苷对槐花饼干中危害物的生成进一步抑制。玫瑰饼干中添加1.54、4.63 mg/100 g面粉和7.72 mg/100 g面粉毛蕊花糖苷后,阴性对照玫瑰饼干中AA、5-HMF、AGEs和CmL的含量较玫瑰饼干均显著下降(P<0.05),分别减少16.98%～43.07%,23.58%～52.06%,5.80%～48.48%和13.28%～41.98%。综上,桂花粉中的毛蕊花糖苷作为主要多酚,能显著抑制饼干热加工过程中危害物的生成,且抑制效果随添加量增加而增强。

3 结论

本实验饼干食品体系中探究了可食花卉对饼干中危害物生成的影响。结果表明7种测试的可食花卉中,添加桂花粉和槐花粉可通过增加饼干抗氧化能力显著抑制饼干中AA、5-HMF、AGEs和CmL的含量。桂花中共含有毛蕊花糖苷、芦丁、绿原酸、对羟基苯甲酸、原儿茶酸、槲皮素、咖啡酸和丁香酸8种天然多酚,其中毛蕊花糖苷含量最高。桂花饼干烘焙后8种多酚均显著下降,丁香酸、羟基苯甲酸和毛蕊花糖苷在桂花粉对饼干中危害物生成的抑制过程中发挥关键作用,毛蕊花糖苷为抑制危害物的主要物质,能显著抑制饼干热加工过程中危害物的生成,且抑制效果随添加量增加而增强。

参考文献

[1] ZHANG Q, LIU P, MA Y H, et al.Research progress on generation, detection and control of hazards in baked foods during thermal processing[J].Food Chemistry:X, 2025, 32:103252.

[2] JANARNY G, GUNATHILAKE K D P P, RANAWEERA K K D S.Nutraceutical potential of dietary phytochemicals in edible flowers-a review[J].Journal of Food Biochemistry, 2021, 45(4):e13642.

[3] TAKAHASHI J A, REZENDE F A G G, MOURA M A F, et al.Edible flowers:Bioactive profile and its potential to be used in food development[J].Food Research International, 2020, 129:108868.

[4] FERNANDES L, CASAL S, PEREIRA J A, et al.Edible flowers:A review of the nutritional, antioxidant, antimicrobial properties and effects on human health[J].Journal of Food Composition and Analysis, 2017, 60:38-50.

[5] LI Z Q, ZHANG J Q, YANG L, et al.Intelligent chemical profiling of 73 edible flowers by liquid chromatography-high resolution mass spectrometry combined with HRMS database and their authentication based on large-scale fingerprints[J].Food Chemistry, 2024, 446:138683.

[6] LI Z Q, ZHANG J Q, MENG Q, et al.The content and distribution of 18 phenolic compounds in 462 batches of edible flowers from 73 species commercially available in China[J].Food Research International, 2023, 166:112590.

[7] TROISE A D, COLANTUONO A, FIORE A.Spray-dried olive mill wastewater reduces Maillard reaction in cookies model system[J].Food Chemistry, 2020, 323:126793.

[8] HU H Y, WANG Y T, HUANG Y S, et al.Natural antioxidants and hydrocolloids as a mitigation strategy to inhibit advanced glycation end products (AGEs) and 5-hydroxymethylfurfural (HMF) in butter cookies[J].Foods, 2022, 11(5):657.

[9] NAVARRO M, MORALES F J.Effect of hydroxytyrosol and olive leaf extract on 1, 2-dicarbonyl compounds, hydroxymethylfurfural and advanced glycation endproducts in a biscuit model[J].Food Chemistry, 2017, 217:602-609.

[10] GAO J Y, SUN Y, LI L, et al.The antiglycative effect of apple flowers in fructose/glucose-BSA models and cookies[J].Food Chemistry, 2020, 330:127170.

[11] ZENG Y Y, SU H, XIE L, et al.Enhancing postharvest storage quality and cuticular wax composition of summer black grapes through preharvest calcium application[J].Food Chemistry X, 2025, 32:103260.

[12] ZHAO R J, ZHAO R X, LIU Q N, et al.Insights into the effect of pulsed electric field on the flavor of potato chips:A combined analysis using HS-SPME-GC-MS, GC-IMS, E-nose, and chemometrics[J].Food Chemistry, 2025, 495:146341.

[13] JIANG Q N, HU X F, TU Z C, et al.Mechanism studies of gliadin-glucose glycation reaction and products formation by heat treatment with different conduction modes[J].Food Chemistry, 2025, 465:142114.

[14] CHENG X, XIAO D, ZHENG X Y, et al.Nano-engineered carbon dots from banana blossoms inhibit advanced glycation end products formation in bakery foods:A mechanistic study through multi-stage kinetic modeling[J].Lwt, 2025, 222:117619.

[15] SHI H N, GAO R M, LIU H, et al.Qualitative and quantitative assessment of key aroma compounds, advanced glycation end products and heterocyclic amines in different varieties of commercially roasted meat products[J].Food Chemistry, 2024, 436:137742.

[16] MARIUTTI L R B, REBELO K S, BISCONSIN-JUNIOR A, et al.The use of alternative food sources to improve health and guarantee access and food intake[J].Food Research International, 2021, 149:110709.

[17] WANG M Y, RAO T Z, GAO Y R, et al.Determination of bioactive substances in 27 edible flowers based on LC-MS/MS[J].Scientia Horticulturae, 2024, 337:113517.

[18] FERNANDES L, RAMALHOSA E, PEREIRA J A, et al.Borage, Camellia, Centaurea and pansies:Nutritional, fatty acids, free sugars, vitamin E, carotenoids and organic acids characterization[J].Food Research International, 2020, 132:109070.

[19] WANG B J, LUAN F, BAO Y W, et al.Traditional uses, phytochemical constituents and pharmacological properties of Osmanthus fragrans:A review[J].Journal of Ethnopharmacology, 2022, 293:115273.

[20] ZHANG D W, WANG Y Z, LIU H L.Corn silk extract inhibit the formation of N ε-carboxymethyllysine by scavenging glyoxal/methyl glyoxal in a casein glucose-fatty acid model system[J].Food Chemistry, 2020, 309:125708.

[21] TURAN-DEMIRCI B, GONEN-COLAK B, BUYUKTUNCER Z.Exploring the effects of plant-based ingredients and phytochemicals on the formation of advanced glycation end products in bakery products:A systematic review[J].Food Science &Nutrition, 2025, 13(7):e70534.

[22] ZHANG Y L, SHEN Y X, ZHU Y C, et al.Assessment of the correlations between reducing power, scavenging DPPH activity and anti-lipid-oxidation capability of phenolic antioxidants[J].LWT - Food Science and Technology, 2015, 63(1):569-574.

[23] MAZUMDER M A R, HONGSPRABHAS P, THOTTIAM VASUDEVAN R.In vitro and in vivo inhibition of Maillard reaction products using amino acids, modified proteins, vitamins, and genistein:A review[J].Journal of Food Biochemistry, 2019, 43(12):e13089.

[24] JIANG Y R, MAO S Q, HUANG W S, et al.Phenylethanoid glycoside profiles and antioxidant activities of Osmanthus fragrans lour.flowers by UPLC/PDA/MS and simulated digestion model[J].Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2016, 64(12):2459-2466.

Effects of edible flower addition on the formation of hazardous substances of baked biscuits

HUA Lei1, LI Jinjin2, WANG Jingxing3, ZHAO Xiangru4*

1(School of Hospitatity Management and Culinary Arts, Tourism College of Zhejiang, Hangzhou 310000, China)
2(School of Hospitality and Culinary Arts, Shanghai Institute of Tourism, Shanghai 200000, China)3(School of Tourism Management, Tianjin Vocational Institute, Tianjin 300000, China)4(Shanghai Baipu Biotechnology Co. Ltd., Shanghai 200000, China)

ABSTRACT To investigate the inhibitory effect of edible flowers on the formation of harmful substances in biscuits, this study incorporated floral powder as a food component into the biscuit formulation.Analysis was conducted on the basic nutritional components, polyphenolic composition, and changes in polyphenols before and after baking, alongside the correlation between polyphenols and harmful substance inhibition rates.This aimed to identify the key bioactive compounds in edible flowers responsible for inhibiting harmful substance formation, with validation through single-component addition experiments.Results indicated that among seven edible flowers, Osmanthus fragrans and Sophora japonica significantly inhibited acrylamide, 5-hydroxymethylfurfural, and advanced glycation end products by enhancing the antioxidant capacity of biscuits.Polyphenolic composition analysis revealed O. fragrans was rich in verbascoside. Following baking, all polyphenol contents in biscuits decreased significantly (P<0.05).Among these, cinnamic acid, p-hydroxybenzoic acid, and verbascoside showed strong correlations with harmful substance inhibition rates.The addition of verbascoside significantly inhibited the formation of harmful substances in the control biscuits, the negative control (S. japonica biscuits), and the positive control (rose biscuits).In summary, incorporating O. fragrans flower powder or verbascoside (1.54 mg/100 g wheat flour) into baked biscuits effectively inhibits the formation of heat-processed hazards, providing technical support and theoretical guidance for developing nutritious and healthy baked foods.

Key words edible flowers;biscuits;harmful substances;polyphenols;inhibition

DOI：10.13995/j.cnki.11-1802/ts.045352

引用格式：华蕾,李金金,王晶星,等.可食花卉对饼干中危害物生成的影响[J].食品与发酵工业,2026,52(11):212-222.HUA Lei, LI Jinjin, WANG Jingxing, et al.Effects of edible flower addition on the formation of hazardous substances of baked biscuits[J].Food and Fermentation Industries,2026,52(11):212-222.

第一作者：硕士,讲师(赵相如工程师为通信作者,E-mail:18238639153@163.com)

收稿日期：2025-12-01,改回日期:2026-01-16