多酚是一类天然的有机化合物,广泛存在于日常食用的水果(枣、葡萄、蓝莓等)、蔬菜(菠菜、洋葱、西兰花等)、茶叶、咖啡及谷物等农产品中。多酚具有抗氧化[1]、抗菌[2]、抗癌[3]和抗紫外[4]等多种功效,在功能性食品开发中具有重要价值。
目前,食品工业中多酚的提取多依赖于甲醇、乙醇等极性有机溶剂。然而,该方法在提取过程中存在溶剂残留风险,不仅危害人体健康,易造成环境污染,而且在提取过程中可能会降低多酚活性[5]。因此,开发绿色高效的多酚提取技术成为研究热点。低共熔溶剂(deep eutectic solvents,DESs)作为一种新型绿色溶剂体系,凭借其制备简便、环境友好、理化性质可调等优势,在食品源多酚提取领域展现出良好的应用前景[6]。DESs是由氢键受体(hydrogen bond acceptor,HBA)和氢键供体(hydrogen bond donor,HBD)通过氢键作用按一定比例组合形成的低共熔混合物。与传统有机溶剂相比,DESs具有熔点低、蒸汽压低、溶解性能强、电化学稳定性好和生物可降解等特点[7]。基于这些优势,DESs在食品多酚类化合物的绿色高效提取领域取得了重要的进展。
本文综述了多酚类化合物的结构特征及其生物活性,探讨了DESs的制备方法及其理化特性,系统总结了基于DESs的食品源多酚提取技术研究,包括关键影响因素(溶剂组成、固液比、温度等)以及提取作用机制(氢键相互作用、溶解度增强等)。同时分析了该领域当前面临的技术瓶颈,并对未来发展方向提出了前瞻性展望,旨在为食品多酚类化合物的绿色高效提取提供理论指导和技术参考,为开发安全高效的功能性食品配料提取工艺提供理论支撑,推动食品工业的绿色可持续发展。
1 多酚化合物的结构
多酚类化合物是一类广泛存在于植物性食品中的活性成分,其分子结构中含有多个酚羟基(—OH),一般来说含有1个以上羟基的芳香族化合物都统称为多酚。由于多酚结构复杂,按照其化学结构中碳原子的骨架结构可将多酚分为黄酮类、酚酸类、二苯乙烯类、木脂素类、单宁类及其他多酚等[8]。其中黄酮类、酚酸类和单宁类是食品中最具代表性的多酚。
黄酮类化合物在水果和蔬菜中含量丰富,基本结构由2个苯环(A环和B环)和1个含氧杂环(C环)构成,其结构多样性由含氧杂环的饱和度、氧化程度及苯环上羟基、甲氧基、糖基等取代基差异决定[9]。因C环的结构特征和取代模式差异形成花青素、黄酮醇、黄烷醇等亚类,图1展示了各亚类代表性的黄酮类化合物结构。黄酮稳定性较差,食品加工中长时间加热易分解,紫外线也会加速其氧化,因此富含黄酮的食材需避光低温储存[10]。
a-芹菜素;b-杨梅素;c-甘草素;d-二氢槲皮素;e-花青素;f-儿茶素;g-葛根素
图1 常见的黄酮类代表性化合物
Fig.1 Structure of common representative flavonoids
酚酸是带酚环的有机酸,又称酚羧酸,多存在于植物中,尤其是干果中含量较高。根据骨架结构可分为羟基苯甲酸类(hydroxybenzoic acids,HBAs)和羟基肉桂酸类(hydroxycinnamic acids,HCAs)2类[11]。HBAs的羧基直接与苯环相连,极性较强,代表成分有没食子酸、水杨酸等;HCAs因含甲氧基或侧链具有一定的脂溶性,常见的有咖啡酸、阿魏酸等。图2展示了常见的几种酚酸类化合物的结构[12]。酚酸在碱性条件下易氧化,在酸性条件下更稳定,能通过螯合金属离子增强其抗氧化性能,在食品保鲜中作用显著。
a-绿原酸;b-没食子酸;c-香草酸;d-咖啡酸;e-阿魏酸;f-龙胆酸
图2 常见的酚酸类代表性化合物
Fig.2 Structures of common representative phenolic acids
单宁类常见于茶叶、葡萄和柿子等食材中,是多个酚羟基或其衍生物通过共价键连接而成的高分子化合物。单宁类化合物根据组成结构和水解行为主要分为2个类别:水解单宁和缩合单宁[13],图3展示了2种类别具有代表性的化合物结构。单宁的溶解性因组成结构存在差异,且对热和酸较为敏感,水解单宁加热易水解,而缩合单宁虽热稳定性较好,但在高温下易发生氧化聚合反应[14]。单宁类物质长期暴露在光环境中会出现变色和活性下降,所以在储存时需遮光低温保存。
a-鞣花单宁;b-葡萄籽原花青素
图3 常见的单宁类代表性化合物
Fig.3 Structures of common representative tannins
黄酮类、酚酸类和单宁类化合物具有独特的化学结构和生物活性,凭借独特的理化性质,在食品加工、保鲜等领域应用广泛。
2 食品源多酚的生物活性及其在食品健康领域的应用
多酚类化合物作为植物中重要的功能性成分,广泛存在于各类食用植物中,其独特的酚羟基结构使其具备多样的生物活性和健康功效。在食品科学领域,多酚因其卓越的抗氧化[1]、抗菌[2]、抗癌[3]和抗紫外[4]等特性,已成为功能性食品研发的重点。表1总结了代表性食品源多酚类化合物的生物活性、作用表现、分子作用机制及其应用。
表1 多酚类化合物的生物活性与应用
Table 1 Biological activity and applications of polyphenols
生物活性具体表现酚类化合物常见植物来源作用机制食品工业应用抗氧化降低体内自由基水平,减少氧化应激损伤,抑制脂质氧化儿茶素、槲皮素、绿原酸、没食子酸茶叶、咖啡、苹果、葡萄、花生、金银花等通过酚羟基供氢,将自由基转变为稳定的化合物,从而中断自由基链式反应;上调细胞内抗氧化酶基因表达,增强细胞自身抗氧化防御能力肉制品保质、面包糕点保鲜
续表1
生物活性具体表现酚类化合物常见植物来源作用机制食品工业应用抗菌抑制细菌生长繁殖,破坏细菌结构儿茶素、没食子酸茶叶、可可豆、石榴、五倍子等与细菌细胞壁上的肽聚糖结合,干扰细胞壁合成;抑制细菌DNA、RNA和蛋白质合成相关酶的活性,影响细菌的遗传信息传递和代谢过程果蔬涂膜保鲜、水产品保鲜抗癌诱导肿瘤细胞凋亡,抑制肿瘤细胞增殖和转移儿茶素、槲皮素、白藜芦醇葡萄、蓝莓、洋葱等抑制基质金属蛋白酶的活性,降低肿瘤细胞的侵袭和转移能力;抑制血肿瘤血管生成相关因子的表达甘薯蛋白复合粉、多酚饮料抗紫外抑制黑色素生成,减少紫外线对皮肤的损伤阿魏酸、儿茶素李子、樱桃、草莓、西兰花、菠菜等抑制黑色素合成的酪氨酸酶的活性,减少黑色素的生成;清除紫外线产生的自由基,防止皮肤细胞受到氧化损伤口服美容产品
2.1 抗氧化活性与食品保鲜应用
多酚的酚羟基可提供氢原子或电子,有效清除活性氧(reactive oxygen species,ROS)自由基,抑制链式氧化反应[1]。研究表明,以50 mg/kg的低剂量摄入茶叶中的茶多酚,可有效促进罗非鱼体内脂质分解与脂肪酸氧化,为其生长发育、免疫应答及抗氧化过程提供关键能量,对高脂饮食引发的负面效应起到显著改善作用[15]。多酚因抗氧化特性,在抗衰老、心血管保护和神经退行性疾病预防方面有应用潜力,日常膳食摄入可提升人体抗氧化水平,增强健康。
2.2 抗菌与食品防腐
在抗菌方面,多酚通过抑制细菌生物膜形成等机制展现出抗菌活性[2]。ZHANG等[16]研究发现,原儿茶酸、氢化肉桂酸与绿原酸按照特定浓度组合对耐药大肠杆菌具有显著抑制效果。相较于传统化学防腐剂,多酚类防腐剂不仅安全性高、兼容性好,还能赋予产品功能属性。
2.3 抗癌功能与膳食预防
富含多酚的天然食材及功能食品具有显著的抗癌和抗肿瘤活性,其作用机制包括减少氧化损伤、诱导癌细胞凋亡、靶向信号抑制肿瘤生长[3]。研究发现青梅果实中分离的多酚能够诱导人源肝癌细胞凋亡,肿瘤抑制率为57.9%[17]。日常摄入富含黄酮类的果蔬,既能通过饮食补充多酚,又可与药物协同提升抗癌效果,为癌症预防和治疗提供了便捷、安全的天然途径。
2.4 皮肤健康与功能性饮品开发
多酚类化合物的抗紫外和美白功效使其成为美容食品开发的明星成分,功效来源于其酪氨酸酶抑制活性、清除氧化应激和修复紫外线造成的细胞损伤,实现美白并预防老化,保护皮肤屏障[4]。研究表明雀嘴茶中的6′-O-咖啡酰熊果苷(6′-O-caffeoylarbutin,CA)能有效抑制酪氨酸酶活性[18-19]。此外,富含多酚类化合物的功能性饮品(石榴汁、绿茶饮料等),通过日常摄入可为皮肤提供持续的多酚供给,用于皮肤健康管理。
3 用于食品的DESs制备方法、理化特性及提取优势
在食品领域,DESs的制备多选用食品级原料,通过HBA(图4)[如氯化胆碱(choline chloride,ChCl)、L-脯氨酸(L-proline,L-Pro)和甜菜碱(betaine,Bet)]与HBD(图4)(如糖类、尿素、羧酸和多元醇)按照一定比例混合,经加热搅拌、微波、超声、研磨、冷冻干燥等处理后形成均质液体[20]。制备过程中,HBA和HBD物质的量比、温度、压力和含水量都会影响DESs的形成和理化特性。
a-氯化胆碱;b-甜菜碱;c-L-脯氨酸;d-柠檬酸;e-尿素;f-甘油
图4 DESs制备过程中常用的HBA和HBD
Fig.4 HBA and HBD commonly used in the preparation of DESs
不同的DESs体系理化性质各不相同。一般来说,DESs的熔点低于其单一成分,这是因为氢键破坏纯组分晶格结构,降低晶格能。DESs受离子迁移和黏度的限制,导电性较低,而金属卤化物与有机HBD组成的DESs体系导电性较高,适用于食品相关电化学场景[21]。此外,DESs通常具有高极性,特别是基于甘油的DESs,主要受HBD类型、温度和水分含量的影响。
与水、甲醇和乙醇等传统溶剂相比,DESs在多酚类化合物提取方面展现出多方面优势。首先,DESs具有更高的提取效率。例如,在使用ChCl-草酸构成的DESs提取香椿种子中的多酚时,成功提取出15种主要酚类化合物,而乙醇和水分别仅提出9种和6种[22];在从橄榄渣中提取酚类化合物时,DESs在最优条件下提取的总酚含量比乙醇提取高9%[23]。这主要归因于DESs独特的物化性质:DESs适配多酚的极性特征,两者之间形成更多、更稳定的氢键,增强相互作用,助力多酚充分解离溶解并促进高聚合度多酚释放。其次,DESs具备低毒性和环境友好特性,其多由食品级原料组成。DE ALMEIDA PONTES等[23]在提取橄榄渣中的酚类化合物时,使用ChCl和羧酸(柠檬酸、苹果酸、丙二酸和醋酸)制备DESs,不仅在提取过程中安全性高,而且避免了有机溶剂残留的毒性风险,因此DESs提取物无需经过复杂纯化可直接用于食品和保健品等领域。此外,DESs还能更好地保护多酚的结构稳定性和生物活性。在一项从山茶属植物中提取生物活性化合物的研究中,使用甜菜碱-甘油-葡萄糖构成的DESs提取物不仅得率高于70%乙醇和水提取物,还表现出更强的抗氧化性能,说明DESs在提取过程中对活性成分具有较好的稳定效果[24]。
DESs凭借其可调控的氢键作用、优良的理化性质与低毒性,以及优于传统溶剂的提取效率和产物活性保护能力,在多酚绿色提取领域展现出广阔的应用前景。
4 基于DESs的多酚提取方法
近年来,基于DESs的多酚提取技术已成为绿色提取领域的研究热点。为提升提取效率,研究者开发了多种DESs协同提取技术,主要包括超声辅助提取(ultrasound-assisted extraction,UAE)、微波辅助提取(microwave-assisted extraction,MAE)、超高压提取(ultra-high pressure extraction,UHPE)以及负压空化提取(negative pressure cavitation extraction,NPCE)等(图5)[25-27]。
图5 DESs协同各技术提取食品多酚
Fig.5 Schematic diagram of DESs combined with various technologies to extract food polyphenols
4.1 DESs-UAE
DESs-UAE是一种将DESs的高效溶解力与超声波产生的空化效应协同作用的方法,这种方法能有效破坏植物细胞壁结构,显著提高食品多酚的溶解度和传质效率,大幅提升多酚的提取效率、缩短提取时间并更好地保留生物活性[25]。GUO等[28]将该技术应用于菊花中蒙花苷的提取,通过响应面法优化工艺参数后,得率可达14.23 mg/g,较传统80%乙醇提取法提高了21%。OSAMEDE等[29]借助DESs-UAE技术,采用7种天然低共熔溶剂(natural deep eutectic solvent,NADES)体系提取枣籽中的酚类物质,在最佳提取条件下总酚含量为(145.54±1.54)mg/g,优势显著。这些研究结果共同表明,DESs与UAE技术的联用可显著提高多酚类物质的提取效率和得率。
然而,尽管DESs-UAE在实验室可以展现出较好的提取性能,但在实际应用中面临超声波成本高、能耗大、难以连续运行等挑战,需在工业放大和工艺集成上进一步优化。
4.2 DESs-MAE
DESs-MAE技术凭借高效、绿色的特点,成为食品多酚提取的重要手段,助力功能成分高效提取。其通过微波的热效应和非热效应导致细胞破裂,提高溶剂的渗透性和扩散速度,使多酚快速溶解并转移到DESs中,显著提高提取效率[30]。VARGAS-SERNA等[31]使用ChCl-甘油体系结合MAE提取菠萝皮中的多酚,得率达7.98 mg/g,明显高于传统溶剂。WU等[32]使用ChCl-乳酸体系结合MAE提取辣木叶多酚,得率较传统乙醇法提高21%。MATTONAI等[33]采用MAE法提取白藜芦醇等芪类多酚,比较了3种基于ChCl和多元醇(乙二醇、丙二醇和甘油)的DESs与传统溶剂的提取效率。经工艺优化后,DESs提取总多酚得率高达22 mg/g,显著高于传统溶剂。
DESs-MAE的优势在于提取速度快、溶剂用量少,适合小批量高效提取,缺点是高温可能导致多酚降解,且设备成本高,在工业应用中需进一步优化工艺以适配生产需求。
4.3 DESs-UHPE
DESs-UHPE技术为植物多酚的高效提取提供了新路径,尤其适用于果蔬加工副产物中功能成分的回收利用。该技术通过瞬间高压破坏植物细胞壁,增强细胞壁破碎度,提升DESs渗透性,结合DESs的氢键网络与多酚形成分子间的相互作用,进一步促进多酚的溶出[26]。HUAM
N-CASTILLA等[34]研究表明,高压条件下,利用ChCl-乙二醇/甘油体系提取葡萄渣多酚,效率优于常压。WANG等[35]使用ChCl-乳酸体系结合UHPE从黄芩中提取黄芩苷,经响应面法优化后,黄芩苷得率达116.8 mg/g,远高于传统乙醇法。
DESs-UHPE提取多酚优势在于室温操作减少热敏成分降解,可通过调整DESs组成靶向提取特定多酚,减少有机溶剂使用,契合食品工业对绿色、高效的需求。但在提取过程中需精准控制压力和时间,避免破坏多酚结构,以满足食品原料的工业规模化制备。
4.4 DESs-NPCE
DESs-NPCE技术为易氧化多酚的绿色提取提供了高效方案,尤其适用于功能性食品原料制备。该技术通过负压(-0.05～-0.075 MPa)产生强烈的空化效应和剧烈的搅拌效应,撕裂植物组织,结合DESs促进多酚释放提高提取效率,减少氧化风险,契合食品工业对活性成分保留的需求[27]。QI等[36]采用ChCl-甜菜碱-乙二醇构成的DESs结合NPCE从犬问荆中提取黄酮类化合物。在最佳提取条件下,黄酮类的得率可达18.10 mg/g,优于80%乙醇提取法和UAE法。KOU等[37]利用DES-NPCE技术从蓝靛果中提取花青素,在最优条件下,总花青素和矢车菊素-3-葡萄糖苷(cyanidin-3-O-glucoside,C3G)的得率达6.601 mg/g和4.839 mg/g,分别为常规方法的1.197～1.565倍,且稳定性和抗氧化性更优,利于天然色素在食品着色与功能强化中的应用。
NPCE技术优势显著,有效克服了传统提取技术“高温、低效、高能耗”等问题,在天然产物活性成分提取中展现出显著优势。但在工艺规模化之前,仍需进一步研究设备成本、能耗及其与现有设备的互补性等问题,以推动NPCE技术在食品工业中的广泛应用。
4.5 提取技术的比较
超声与MAE技术能大幅缩短提取时间,显著提高多酚得率,为多种食品原料提供了高效、绿色的提取方案。相比传统索氏提取等方法更加高效,且设备操作与维护比超高压、负压真空提取更简便。POPOVIC等[38]使用ChCl-苹果酸体系提取酸樱桃果渣多酚,对比加热搅拌、超声和微波3种辅助提取方法后发现微波萃取5 min即可完成,对花青素提取效果尤佳,适合规模化生产。
尽管超声波与MAE技术可有效缩短处理时间,但需严格控制功率和温度,避免多酚因过度加工失活。相比之下,超高压和负压提取技术多在常温进行,适用于热敏性多酚的提取。BENVENUTTI等[39]采用ChCl-丙二醇结合UHPE提取技术,从巴西莓果加工副产物中提取花青素。在最优工艺条件下,花青素得率达(172.70±9.25)mg/g,较传统方法提高50%,且表现出更强的抗氧化活性,更利于食品功能成分的保留。为更清晰地呈现上述DESs协同各提取技术在多酚提取中的具体应用情况,表2对相关研究进行了总结。
表2 DESs协同各提取技术提取食品源多酚的研究进展
Table 2 Research progress in extracting polyphenols from food using DESs in combination with other extraction techniques
食品材料提取技术HBA-HBD组成及提取物质提取含量/(mg/g)最佳提取条件参考文献菊花DESs-UAEHBA(ChCl)和HBD(乳酸、柠檬酸、葡萄糖、蔗糖、甘露醇、木糖醇、甘油、乙二醇和尿素)构成DESs从菊花中提取蒙花苷14.23最佳提取条件为ChCl-乙二醇以物质的量比1∶2比例组成,液固比32∶1(mL∶g)、提取功率340 W、提取时间32 min、含水量体积分数为30%[28]枣DESs-UAEHBA(ChCl),HBD(乳酸、苹果酸、葡萄糖、蔗糖、木糖、木糖醇和1,4-丁二醇)构成DESs从枣籽中提取多酚145.54±1.54最佳提取条件为ChCl-乳酸体系,提取时间15 min、NADES含水率体积分数为30%、固液比1∶30(g∶mL)[29]菠萝皮DESs-MAEDESs(ChCl-甘油和ChCl-苹果酸)进行酚类化合物提取,并与水、乙醇、甲醇、含水体积分数50%的乙醇和含水体积分数50%的甲醇对比提取多酚7.98ChCl-甘油体系提取效果最好,最佳提取条件为温度67 ℃、提取时间87 s和液固比60.5∶1(mL∶g)[31]
续表2
食品材料提取技术HBA-HBD组成及提取物质提取含量/(mg/g)最佳提取条件参考文献葡萄DESs-UHPEHBA(ChCl)和HBD(乙酰丙酸、乙二醇、甘油)构成DESs在常压固液提取和UHPE(含水量体积分数为50%,温度90 ℃)中从佳美娜葡萄渣中提取多酚62.44±1.67仅HBD为乙二醇和甘油在常压和加压提取中优于DESs[34]问荆DESs-NPCEHBA(ChCl)和HBD(盐酸甜菜碱、乙二醇、甘油、1,4-丁二醇和1,3-丁二醇)构成DESs提取黄酮18.10最佳提取条件为ChCl-盐酸甜菜碱-乙二醇体系,物质的量比为1∶1∶2,含水率体积分数为20%,提取压力为-0.07 MPa,提取温度为60 ℃,液固比为25∶1(mL∶g),提取时间为20 min[36]蓝靛果DESs-NPCEHBA(ChCl)和HBD(乙二醇、1,3-丁二醇、1,4-丁二醇、葡萄糖、蔗糖、山梨糖醇、苹果酸、乳酸、柠檬酸)构成DESs提取花青素6.601最佳提取条件为ChCl-乳酸以1∶2物质的量比组成,负压-0.08 MPa、液固比16(mL∶g)、提取温度53 ℃、含水率体积分数为20%[37]巴西莓果DESs-UHPEHBA(ChCl)和HBD(丙二醇和苹果酸)从巴西浆果中提取花青素172.70±9.25最佳提取条件为ChCl-丙二醇体系,提取温度90 ℃、液体流速5.3 mL/min、含水率体积分数为53%[39]
将DESs优异的溶解性与超声波、微波、超高压及负压空化等辅助技术的物理强化作用相结合,显著提高了多酚的提取效率,在实现绿色高效提取的同时保留了其生物活性。然而这些提取方法在提取过程中受一些关键因素的影响,例如DESs的组成、含水率、提取温度和提取时间等。因此深入探究这些因素的影响,通过优化参数间的协同匹配关系,更好地推动该技术在功能性食品原料开发中实现高效应用。
5 影响DESs提取食品源多酚的因素
食品源多酚的提取效率受多种因素影响,包括DESs的组成、含水率、固液比以及提取温度等。
5.1 DESs的组成
DESs的组成是决定其理化性质和提取效果的核心,直接关系到功能性食品原料的品质与利用率。其由HBA和HBD的种类及配比决定极性、黏度等特性,进而影响多酚的溶解能力、选择性及提取物纯度。
在提取过程中,DESs的组成结构会直接影响其对多酚类化合物的识别能力和结合能力。SANTOS-MART
N等[40]从蓝莓叶提取酚类时,筛选多种NADES后,乳酸-乙酸钠-水(摩尔比3∶1∶2)及ChCl-草酸(物质的量比1∶1)构成的DESs总酚提取得率最优。这与HBD的分子结构密切相关,不同供体形成的氢键强度、极性匹配度不同,可针对多酚的取代基、羟基位置等结构特点实现选择性提取,满足食品工业对特定活性成分的需求。
黏度是DESs选取的关键因素。黏度过高会导致多酚的提取效率降低。通常通过加水或提高温度来降低黏度,与此同时,多酚在DESs中的溶解度也会随温度升高而增加[41]。在研究基于ChCl的NADES提取薄荷多酚时发现,接近牛顿流体的溶剂因黏度低、受剪切速率影响小,更易渗透植物基质,提升提取效率[42]。
DESs由HBA和HBD构成的分子网络决定了该体系的整体极性,极性会直接影响食品源多酚的溶解度及提取效率。高极性体系可能带入杂质,需结合纯化工艺;低极性体系选择性更强,提取物更纯净。OMAR等[21]发现对于1∶1、1∶2和1∶3不同物质的量比的ChCl-甘油体系,极性值分别为58.49、58.00和57.96 kcal/mol,极性与目标多酚接近时提取效果更优。在食品领域,目前普遍采用ChCl作为HBA,并与有机酸类HBD搭配使用,该体系因其对多酚类化合物优异的提取效果,能够满足功能性食品原料绿色高效提取的要求。
5.2 含水量
在使用DESs进行多酚提取时,含水率的调控十分重要。水可以改善某些天然产物的溶解度、调节DESs的极性,尤其利于极性多酚溶解。但水分过多会稀释溶剂,反而降低提取效率[21]。WANG等[43]通过优化ChCl-尿素体系从西兰花茎中提取多酚的工艺表明含水量对提取效率具有显著影响,含水量体积分数从10%提高到60%可使得率从(13.82±0.05)mg/g提高到(50.83±0.04)mg/g。BENER等[44]从榛子加工副产物中提取多酚的研究中也发现,当含水率体积分数从0%提升到40%时,多酚得率提升了5倍。这些研究表明,精准调控含水率可提升果蔬加工副产物中的多酚的提取得率,是DESs技术在食品工业中实现绿色高效提取的重要环节。
5.3 固液比
利用DESs提取多酚时,固液比是平衡提取效率与成本的核心参数,其直接影响原料与溶剂的接触面积、传质速率及浓度梯度,因此需在提取效果与溶剂消耗间找到最优平衡,以确保工艺的可行性和可持续性[41]。VO等[45]采用ChCl-乳酸体系结合UAE技术,从黑桑葚中提取酚类和黄酮类物质。研究发现,当液固比为60 mL/g时,充足的溶剂体积可有效提高扩散效率及目标成分产量。SILVA等[46]使用柠檬酸-甘露醇体系从橙子和咖啡加工副产品提取含酚类化合物,最佳固液比(g∶mL)分别为1∶10和1∶15,相应多酚含量分别为(1 782.92±4.50)mg/L和(1 620.71±3.72)mg/L。由于不同原料结构和成分存在差异,因此需针对不同食品加工副产物精准优化固液比,以高效回收多酚,适配食品原料及加工副产物开发的经济性与可持续性需求。
5.4 提取温度
温度在DESs提取多酚过程中起着重要作用,它直接影响多酚溶解度、扩散速率和溶剂对植物基质的渗透能力。适当升温有助于多酚的溶出,从而提高提取率,但温度过高则可能会导致多酚降解或氧化。WU等[47]用ChCl-乙酰丙酸体系结合UAE提取何首乌叶中的抗氧化剂,发现为30～60 ℃时,提取效率随着温度的升高而提高,60 ℃后多酚提取含量呈现出下降态势。LIU等[48]为了从黄秋英中提取多酚,在35～55 ℃选取了5个温度梯度进行实验。结果表明,提取效率在35～45 ℃上升,在45 ℃时达到峰值,随后因热降解而急剧下降。多项研究均表明,多酚提取过程中不适宜使用过高温度,否则会因多酚的降解和氧化严重影响提取效率。
综上所述,DESs提取植物多酚的效率受DESs的组成、含水量、固液比和提取温度等因素的影响,需通过优化来实现各参数的协同匹配,以最大化提升多酚提取率。然而,现有研究多集中于工艺参数优化,而对DESs如何作用于植物基质、通过与多酚发生分子间相互作用来实现高效提取的内在机制,仍缺乏系统性阐释。因此,深入探究DESs提取食品源多酚的提取机制,对于进一步优化提取工艺、推动DESs技术在功能性食品原料开发中的应用具有重要意义。
6 提取机制的研究
DESs提取食品源多酚的机制主要依赖其独特的物理化学性质,包括强大的溶解能力、对植物细胞结构的温和破坏作用以及与目标化合物之间的多重分子间相互作用,图6展示了DESs提取多酚的作用机制及表征方法。
图6 DESs提取多酚的作用机制及表征方法
Fig.6 Mechanism of action and characterization of polyphenols extracted by DESs
6.1 植物基质的渗透作用
通过微观结构分析可揭示DESs提取多酚时对植物细胞壁的破坏机制,为优化提取工艺提供依据。借助扫描电子显微镜(scanning electron microscope,SEM)、透射电子显微镜和原子力显微镜观察原料提取前后的结构变化,能直观验证DESs的渗透与破壁能力[49]。LIU等[50]使用ChCl-乳酸体系结合UAE提取树莓多酚时,SEM观察到细胞壁出现孔洞和裂纹,DESs的溶胀作用增强结构破坏。GONZLEZ-RIVERA等[51]发现使用ChCl-草酸体系结合MAE提取板栗壳多酚时,SEM分析残渣显示该体系使板栗壳表面出现粗糙、不规则的高度聚集的颗粒,加速了多酚的溶解。微观研究揭示,DESs通过氢键干扰、酸解协同等机制破坏细胞结构,这些研究不仅为植物多酚的高效提取提供了关键的科学证据与可视化依据,也为优化功能性食品原料的提取工艺奠定了坚实基础。
6.2 分子间相互作用
在分子水平上,DESs与目标化合物通过氢键、范德华力以及π-π堆积作用等多种相互作用实现多酚的高效提取[52]。傅里叶变换红外光谱(Fourier transform infrared spectroscopy,FTIR)、核磁共振(nuclear magnetic resonance,NMR)、紫外-可见光谱等可用于分析二者间的分子相互作用,揭示DESs对细胞壁的破坏机制[49]。AIROUYUWA等[53]使用NADESs结合MAE提取椰枣副产物活性成分时,FTIR分析揭示纯NADESs因强氢键作用黏度较高,不利于溶剂渗透和传质;添加适量水分后,会导致O—H伸缩峰向高波数偏移,破坏HBA与HBD之间氢键网络,分子间作用力减弱,黏度降低,可显著提高生物活性成分的提取效率。BENER等[44]从榛子加工副产物中提取多酚,FTIR验证NADESs组分间仅存在物理相互作用,未发生化学降解或新物质生成,并通过特征峰的偏移和宽化,发现NADESs的高溶解能力源于HBA与HBD间的强氢键作用。这些研究表明,DESs通过氢键等分子间作用实现高效提取,FTIR、NMR和SEM等技术能有效揭示其作用机制,为绿色提取体系的设计和优化提供了依据。
6.3 多酚传质和溶解过程
通过色谱与质谱分析多酚,可精确定量多酚种类和降解产物,探究传质与溶解过程。HPLC常用于定量分析提取液中多酚得率及保留行为,液相色谱-质谱联用、气相色谱-质谱、液相色谱-串联质谱和超高效液相飞行时间质谱法等能识别多酚种类、降解产物及氧化副产物,揭示其化学稳定性,为提取工艺优化提供依据[54-56]。
LUO等[57]使用DESs结合MAE有效提高了杜仲叶中的次生代谢产物提取率,并采用HPLC波长切换方法测定出10种化合物的含量,在分析了化合物的类型后,明确了次生代谢产物积累与采收期的关系。将其与微观结构表征手段联用,从分子-成分-结构多维度系统揭示了DESs作用下多酚的行为规律,为食品工业中多酚的高效提取与精准利用提供科学支撑。
6.4 理论计算
理论和计算方法通过模拟分子间作用和溶解过程揭示DESs提取多酚的微观机制:分子动力学模拟(molecular dynamics,MD)可分析DESs与多酚的氢键数量;径向分布函数(radial distribution function,RDF)和相互作用能量可探讨其溶解行为;密度泛函理论(density functional theory,DFT)能计算结合能与氢键强度;导体筛选模型可预测溶剂极性及与多酚的相容性,这些方法通过量化分子作用、模拟溶解过程,揭示提取机制[58-59]。WENG等[60]使用DESs-UAE提取余甘子中的黄酮化合物,采用MD探究不同溶剂的提取机理发现,以ChCl-乙二醇作为DESs,溶剂可及性表面积更大,与黄酮类化合物之间的氢键作用增强,分子间相互作用减弱,提取效率更高。WANG等[61]制备了1种基于磁性氧化石墨烯的二维磁性聚合物作为从洛神花中提取多酚的吸附剂,通过利用DFT计算研究吸附剂与多酚之间的相互作用机理。理论与计算方法通过量化分子间相互作用、模拟溶解过程,从微观层面揭示了DESs与多酚的作用本质,为多酚的绿色高效提取及功能性食品原料开发提供精准指导。
从植物基质渗透、分子间相互作用、多酚传质溶解及理论计算4个维度,系统揭示了DESs提取食品源多酚的核心机制,这些机制共同支撑了DESs在多酚提取中的高效性,也为提取工艺的优化提供了明确方向。然而,高效提取只是DESs应用于食品科技领域的第一步,要实现食品源多酚的实际利用,还需解决从DESs提取物中分离回收目标分子这一关键问题。
7 多酚-DESs分离研究
从DESs提取物中回收食品生物活性分子,是在食品科技领域应用的核心环节之一,主要依托DESs独特物化性质实现多酚高效分离的新型技术。目前针对DESs溶剂回收及提取物脱离溶剂的研究,已开发出多种技术路径:固相萃取基于溶质在固相吸附剂与液相洗脱剂间分配系数差异实现分离[62];回收吸附法利用吸附剂(如大孔树脂、活性炭等)对目标化合物选择性吸附[63];膜分离技术借助离子交换膜的选择性透过性,高效分离溶剂与提取物。例如,ELIZONDO等[64]使用一种超滤-渗滤-纳滤耦合的一体化工艺,成功分离出85%的海藻酸盐和回收了93%的DESs;反溶剂法通过加入大量反溶剂破坏氢键强度,使DESs失去特性,低温促进目标化合物沉淀,AN等[65]采用反溶剂沉淀法,通过加水使DESs变性,在0 ℃下实现了鞣花酸从DESs中的高效分离,回收率达94.9%。尽管上述方法各有其适用场景,但也均存在一定局限性。例如,溶剂在蒸发回收过程中需要更高的温度和更长的时间,不仅能源消耗较大,还可能引起热敏性溶质的降解或变质。此外,DESs的高黏度易导致其在回收设备表面黏附,既造成溶剂损失和设备污染,也进一步增加了溶剂回收的难度和成本,制约了其工业化应用。
目前多酚-DESs分离主要围绕分离机制优化、工艺改进及工艺集成优化展开。其核心分离机制优化主要通过探索DESs与多酚之间相互作用规律,通过改变HBD和HBA的类型及物质的量比,调控DESs的极性、黏度和氢键强度,对其组成与性质进行优化,从而提高多酚-DESs的分离效率[66];工艺改进主要通过研发耐DESs的超滤膜、改进功能性吸附剂和电辅助分离,提升选择性分级效果;工艺集成优化通过将超声、微波、酶解、负压空化等技术协同,提高传质速率和分离效率,将提取-分离-回收一体化设计,减少步骤、能耗与溶剂损耗。
8 总结与展望
DESs作为一种新型绿色提取溶剂,在食品源多酚的高效提取中展现出显著优势,能够显著提升多酚的提取效率并保留其抗氧化、抗炎、抗菌等生物活性。通过与现代提取技术结合,进一步提升了目标多酚的提取效率与选择性,为功能性食品等产品的可持续开发提供了重要保障。然而,尽管DESs在食品源多酚提取中取得进展,但其提取机制(氢键、范德华力和π-π堆积作用等)研究不足。DESs本身的高黏度特性导致溶剂回收困难,增加了过程成本,制约了其工业化应用。
未来研究可通过MD和DFT深入解析相互作用机制,设计高选择性、低黏度DESs体系,并结合响应面分析和机器学习方法优化提取工艺参数,进一步提升提取效率与产物稳定性。另一方面,将DESs与脉冲电场、超临界流体等新兴绿色辅助提取手段联用,协同发挥优势。开发具有靶向识别能力的功能化DESs以提升分离选择性,构建一体化工艺,通过分子模拟、光谱分析深化基础理论以精准解析相互作用机制,建立DESs回收循环系统。随着食品源多酚活性机制研究的深入,DESs绿色提取技术将在功能食品、天然药物和化妆品领域展现出更广阔的应用潜力。通过多学科协作,深入解析作用机制、优化关键工艺、开发简便高效且经济的DESs循环利用及多酚回收工艺、拓展产业化路径,将推动绿色提取技术的高质量发展,为可持续生产提供坚实基础。
[1] BUCCIANTINI M, LERI M, NARDIELLO P, et al.Olive polyphenols:Antioxidant and anti-inflammatory properties[J].Antioxidants, 2021, 10(7):1044.
[2] SUN S Q, LIU Z Y, LIN M X, et al.Polyphenols in health and food processing:Antibacterial, anti-inflammatory, and antioxidant insights[J].Frontiers in Nutrition, 2024, 11:1456730.
[3] MAO S, ZHANG J Y, WU Q, et al.Roles of polyphenols incorporated in starch-based films and coatings for fruits and vegetables preservation:A review[J].Trends in Food Science &Technology, 2025, 163:105170.
[4] ZHANG Z H, MENG Y X, WANG J P, et al.Preparation and characterization of zein-based core-shell nanoparticles for encapsulation and delivery of hydrophobic nutrient molecules:Enhancing environmental stress resistance and antioxidant activity[J].Food Hydrocolloids, 2024, 148:109524.
[5] 夏婷, 赵超亚, 杜鹏, 等.食品中多酚类化合物种类、提取方法和检测技术研究进展[J].食品与发酵工业, 2019, 45(5):231-238.XIA T, ZHAO C Y, DU P, et al.Research progress on classification, extraction, and detection of polyphenols in foods[J].Food and Fermentation Industries, 2019, 45(5):231-238.
[6] ACHKAR T E, GREIGE-GERGES H, FOURMENTIN S. Basics and properties of deep eutectic solvents:A review[J]. Environmental Chemistry Letters, 2021, 19: 3397-3408.
[7] 叶彤彤, 林淑琼, 张俊, 等.绿色低共熔溶剂的生化特性及其多功效应用进展[J].食品与发酵工业, 2025, 51(5):361-370.YE T T, LIN S Q, ZHANG J, et al.Biochemical characteristics of green deep eutectic solvents and progress in their multi-functional applications[J].Food and Fermentation Industries, 2025, 51(5):361-370.
[8] LI W, CHEN H H, XU B, et al.Research progress on classification, sources and functions of dietary polyphenols for prevention and treatment of chronic diseases[J].Journal of Future Foods, 2023, 3(4):289-305.
[9] SHEN N, WANG T F, GAN Q, et al.Plant flavonoids:Classification, distribution, biosynthesis, and antioxidant activity[J].Food Chemistry, 2022, 383:132531.
[10] RATHOD N B, ELABED N, PUNIA S, et al.Recent developments in polyphenol applications on human health:A review with current knowledge[J].Plants, 2023, 12(6):1217.
[11] XIE J C, XIONG S H, LI Y M, et al.Phenolic acids from medicinal and edible homologous plants:A potential anti-inflammatory agent for inflammatory diseases[J].Frontiers in Immunology, 2024, 15:1345002.
[12] WELC-STANOWSKA R, K
OSOK K, NAWROCKA A.Effects of gluten-phenolic acids interaction on the gluten structure and functional properties of gluten and phenolic acids[J].Journal of Cereal Science, 2023, 111:103682.
[13] FRAGA-CORRAL M, OTERO P, CASSANI L, et al.Traditional applications of tannin rich extracts supported by scientific data:Chemical composition, bioavailability and bioaccessibility[J].Foods, 2021, 10(2):251.
[14] PANZELLA L, NAPOLITANO A.Condensed tannins, a viable solution to meet the need for sustainable and effective multifunctionality in food packaging:Structure, sources, and properties[J].Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2022, 70(3):751-758.
[15] QIAN Y C, WANG X, REN J, et al.Different effects of two dietary levels of tea polyphenols on the lipid deposition, immunity and antioxidant capacity of juvenile GIFT tilapia (Oreochromis niloticus) fed a high-fat diet[J].Aquaculture, 2021, 542:736896.
[16] ZHANG G Y, YANG Y Q, MEMON F U, et al.A natural antimicrobial agent:Analysis of antibacterial effect and mechanism of compound phenolic acid on Escherichia coli based on tandem mass tag proteomics[J].Frontiers in Microbiology, 2021, 12:738896.
[17] ZHAO F Y, DU L L, WANG J L, et al.Polyphenols from Prunus mume:Extraction, purification, and anticancer activity[J].Food &Function, 2023, 14(9):4380-4391.
[18] XIE D, FU W G, YUAN T T, et al.6′-O-caffeoylarbutin from Quezui tea:A highly effective and safe tyrosinase inhibitor[J].International Journal of Molecular Sciences, 2024, 25(2):972.
[19] 刘桢, 吕玉秀, 张璟雯, 等.雀嘴茶中三大酚类成分的抗氧化活性和酪氨酸酶抑制活性分析[J].食品工业科技, 2023, 44(8):405-411.LIU Z, LYU Y X, ZHANG J W, et al.Antioxidant activity and tyrosinase inhibitory activity of three phenolic compounds from Quezui tea[J].Science and Technology of Food Industry, 2023, 44(8):405-411.
[20] NEGI T, KUMAR A, SHARMA S K, et al.Deep eutectic solvents:Preparation, properties, and food applications[J].Heliyon, 2024, 10(7):e28784.
[21] OMAR K A, SADEGHI R.Database of deep eutectic solvents and their physical properties:A review[J].Journal of Molecular Liquids, 2023, 384:121899.
[22] WANG J Y, ZHOU L, WANG Z X, et al.Effects of natural deep eutectic solvent on the extraction efficiency and antioxidant activities of Toona sinensis seed polyphenols:Composition and mechanism[J].Food Bioscience, 2023, 56:103151.
[23] DE ALMEIDA PONTES P V, CZAIKOSKI A, ALMEIDA N A, et al.Extraction optimization, biological activities, and application in O/W emulsion of deep eutectic solvents-based phenolic extracts from olive pomace[J].Food Research International, 2022, 161:111753.
[24] ZISSI L, DIMAKI V D, BIRBA V S, et al.Natural deep eutectic solvents as green alternatives for extracting bioactive compounds from Sideritis taxa with potential cosmetic applications[J].Antioxidants, 2025, 14(1):68.
[25] AKTA
H, KUREK M A.Deep eutectic solvents for the extraction of polyphenols from food plants[J].Food Chemistry, 2024, 444:138629.
[26] XI J.Ultrahigh pressure extraction of bioactive compounds from plants-a review[J].Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 2017, 57(6):1097-1106.
[27] ROOHINEJAD S, KOUBAA M, BARBA F J, et al.Negative pressure cavitation extraction:A novel method for extraction of food bioactive compounds from plant materials[J].Trends in Food Science &Technology, 2016, 52:98-108.
[28] GUO N, ZOU Y P, LI H K, et al.Effective extraction and recovery of linarin from Chrysanthemum indicum L.flower using deep eutectic solvents[J].Microchemical Journal, 2020, 159:105586.
[29] OSAMEDE AIROUYUWA J, MOSTAFA H, RIAZ A, et al.Utilization of natural deep eutectic solvents and ultrasound-assisted extraction as green extraction technique for the recovery of bioactive compounds from date palm (Phoenix dactylifera L.) seeds:An investigation into optimization of process parameters[J].Ultrasonics Sonochemistry, 2022, 91:106233.
[30] WANG L, HUANG J Z, LI Z H, et al.A review of the polyphenols extraction from apple pomace:Novel technologies and techniques of cell disintegration[J].Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 2023, 63(29):9752-9765.
[31] VARGAS-SERNA C L, OCHOA-MART
NEZ C I, VÉLEZ-PASOS C.Microwave-assisted extraction of phenolic compounds from pineapple peel using deep eutectic solvents[J].Horticulturae, 2022, 8(9):791.
[32] WU L F, LI L, CHEN S J, et al.Deep eutectic solvent-based ultrasonic-assisted extraction of phenolic compounds from Moringa oleifera L.leaves:Optimization, comparison and antioxidant activity[J].Separation and Purification Technology, 2020, 247:117014.
[33] MATTONAI M, MASSAI P, RIBECHINI E.Sustainable microwave-assisted eutectic solvent extraction of polyphenols from vine pruning residues[J].Microchemical Journal, 2024, 197:109816.
[34] HUAM
N-CASTILLA N L, GAJARDO-PARRA N, PÉREZ-CORREA J R, et al.Enhanced polyphenols recovery from grape pomace:a comparison of pressurized and atmospheric extractions with deep eutectic solvent aqueous mixtures[J].Antioxidants, 2023, 12(7):1446.
[35] WANG H, MA X D, CHENG Q B, et al.Deep eutectic solvent-based ultrahigh pressure extraction of baicalin from Scutellaria baicalensis georgi[J].Molecules, 2018, 23(12):3233.
[36] QI X L, PENG X, HUANG Y Y, et al.Green and efficient extraction of bioactive flavonoids from Equisetum palustre L.by deep eutectic solvents-based negative pressure cavitation method combined with macroporous resin enrichment[J].Industrial Crops and Products, 2015, 70:142-148.
[37] KOU P, WAN N, WANG L T, et al.A sustainable and efficient preparation process of anthocyanins from blue honeysuckle fruit and comprehensive bioactivity assessment[J].Journal of the Taiwan Institute of Chemical Engineers, 2020, 116:3-10.
[38] POPOVIC B M, MICIC N, POTKONJAK A, et al.Novel extraction of polyphenols from sour cherry pomace using natural deep eutectic solvents-Ultrafast microwave-assisted NADES preparation and extraction[J].Food Chemistry, 2022, 366:130562.
[39] BENVENUTTI L, ZIELINSKI A A F, FERREIRA S R S.Pressurized aqueous solutions of deep eutectic solvent (DES):A green emergent extraction of anthocyanins from a Brazilian berry processing by-product[J].Food Chemistry X, 2022, 13:100236.
[40] SANTOS-MARTN M, CUBERO-CARDOSO J, GONZLEZ-DOMNGUEZ R, et al.Ultrasound-assisted extraction of phenolic compounds from blueberry leaves using natural deep eutectic solvents (NADES) for the valorization of agrifood wastes[J].Biomass and Bioenergy, 2023, 175:106882.
[41] VAN OSCH D J G P, DIETZ C H J T, WARRAG S E E, et al.The curious case of hydrophobic deep eutectic solvents:A story on the discovery, design, and applications[J].ACS Sustainable Chemistry &Engineering, 2020, 8(29):10591-10612.
[42] JURI
T, MII N, POTKONJAK A, et al.The evaluation of phenolic content, in vitro antioxidant and antibacterial activity of Mentha piperita extracts obtained by natural deep eutectic solvents[J].Food Chemistry, 2021, 362:130226.
[43] WANG B Q, CHEN P Y, ZHANG H E, et al.Optimization of polyphenols extraction by deep eutectic solvent from broccoli stem and characterization of their composition and antioxidative effects[J].Scientific Reports, 2025, 15:16066.
[44] BENER M, EN F B, ÖNEM A N, et al.Microwave-assisted extraction of antioxidant compounds from by-products of Turkish hazelnut (Corylus avellana L.) using natural deep eutectic solvents:Modeling, optimization and phenolic characterization[J].Food Chemistry, 2022, 385:132633.
[45] VO T P, PHAM T V, WEINA K, et al.Green extraction of phenolics and flavonoids from black mulberry fruit using natural deep eutectic solvents:Optimization and surface morphology[J].BMC Chemistry, 2023, 17(1):119.
[46] SILVA C N, DA SILVA R M D, LEMES A C, et al.Recovery of phenolic compounds by deep eutectic solvents in orange by-products and spent coffee grounds[J].Sustainability, 2024, 16(17):7403.
[47] WU L F, CHEN Z N, LI S J, et al.Eco-friendly and high-efficient extraction of natural antioxidants from Polygonum aviculare leaves using tailor-made deep eutectic solvents as extractants[J].Separation and Purification Technology, 2021, 262:118339.
[48] LIU X Y, OU H, GREGERSEN H, et al.Deep eutectic solvent-based ultrasound-assisted extraction of polyphenols from Cosmos sulphureus[J].Journal of Applied Research on Medicinal and Aromatic Plants, 2023, 32:100444.
[49] CAO D, LIU Q, JING W Q, et al.Insight into the deep eutectic solvent extraction mechanism of flavonoids from natural plant[J].ACS Sustainable Chemistry &Engineering, 2020, 8(51):19169-19177.
[50] LIU X Z, LUO T J, LIN X, et al.Deep eutectic solvents-synergistic ultrasonic-assisted extraction of polyphenols from raspberry (Rubus idaeus L.):Optimization, mechanisms, and in vitro and cellular antioxidant activity[J].Food Chemistry, 2025, 480:143918.
[51] GONZLEZ-RIVERA J, MERO A, HUSANU E, et al.Combining acid-based deep eutectic solvents and microwave irradiation for improved chestnut shell waste valorization[J].Green Chemistry, 2021, 23(24):10101-10115.
[52] SIDDIQUI S A, ALI REDHA A, SALAUDDIN M, et al.Factors affecting the extraction of (poly)phenols from natural resources using deep eutectic solvents combined with ultrasound-assisted extraction[J].Critical Reviews in Analytical Chemistry, 2025, 55(1):139-160.
[53] AIROUYUWA J O, MOSTAFA H, RIAZ A, et al.Natural deep eutectic solvents and microwave-assisted green extraction for efficient recovery of bioactive compounds from by-products of date fruit (Phoenix dactylifera L.) processing:Modeling, optimization, and phenolic characterization[J].Food and Bioprocess Technology, 2023, 16(4):824-843.
[54] PEREIRA-COELHO M, DA SILVA HAAS I C, KATRIN REINKE C, et al.A green analytical method for the determination of polyphenols in wine by dispersive pipette extraction and LC-MS/MS[J].Food Chemistry, 2023, 405(Pt A):134860.
[55] ZHOU J, YI H, ZHAO Z X, et al.Simultaneous qualitative and quantitative evaluation of Ilex Kudingcha C.J.tseng by using UPLC and UHPLC-qTOF-MS/MS[J].Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis, 2018, 155:15-26.
[56] L
PEZ-FERNANDEZ O, DOMNGUEZ R, PATEIRO M, et al.Determination of polyphenols using liquid chromatography-tandem mass spectrometry technique (LC-MS/MS):A review[J].Antioxidants, 2020, 9(6):479.
[57] LUO S B, REN X M, SHI X Q, et al.Study on enhanced extraction and seasonal variation of secondary metabolites in Eucommia ulmoides leaves using deep eutectic solvents[J].Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis, 2022, 209:114514.
[58] ZHANG Y, XIAO H M, LYU X, et al.Profiling and spatial distribution of phenolic compounds in rapeseed by two-step extraction strategy and targeted metabolomics combined with chemometrics[J].Food Chemistry, 2023, 401:134151.
[59] WANG S L, WEI J H, GE H W, et al.Molecular simulation and machine learning assisted in exploring betaine-based deep eutectic solvent extraction of active compounds from peony petals[J].Separation and Purification Technology, 2025, 361:131550.
[60] WENG X L, LUO Y L, PAN F, et al.Optimization by artificial neural network and modeling of ultrasound-assisted flavonoid extraction from Phyllanthus emblica L.based on deep eutectic solvents[J].Food Bioscience, 2025, 63:105819.
[61] WANG L, LI M X, WANG Y, et al.Harnessing two-dimensional magnetic Poly(deep eutectic solvents) for matrix solid-phase dispersion extraction of polyphenols from Roselle:Promoting antiphotoaging strategy[J].Chemical Engineering Journal, 2024, 496:154019.
[62] MANSUR A R, SONG N E, JANG H W, et al.Optimizing the ultrasound-assisted deep eutectic solvent extraction of flavonoids in common buckwheat sprouts[J].Food Chemistry, 2019, 293:438-445.
[63] DELLA POSTA S, GALLO V, GENTILI A, et al.Strategies for the recovery of bioactive molecules from deep eutectic solvents extracts[J].TrAC Trends in Analytical Chemistry, 2022, 157:116798.
[64] ELIZONDO SADA O M, HIEMSTRA I S A, CHORHIRANKUL N, et al.Pressure-driven membrane processes for the recovery and recycling of deep eutectic solvents:A seaweed biorefinery case study[J].Biotechnology Reports, 2024, 43:e00849.
[65] AN J Y, WANG L T, LV M J, et al.An efficiency strategy for extraction and recovery of ellagic acid from waste chestnut shell and its biological activity evaluation[J].Microchemical Journal, 2021, 160:105616.
[66] FENG S L, DENG G F, LIU H Y, et al.Extraction and identification of polyphenol from Camellia oleifera leaves using tailor-made deep eutectic solvents based on COSMO-RS design[J].Food Chemistry, 2024, 444:138473.