溃疡性结肠炎(ulcerative colitis,UC)是一种复杂的慢性炎症性肠病,其全球发病率和患病率呈持续上升趋势,给医疗卫生系统带来了沉重负担[1]。UC的病理特征表现为结肠黏膜的弥漫性、连续性炎症,伴随上皮屏障损伤和免疫应答失调。尽管其确切病因尚未完全阐明,但普遍认为是遗传易感性、环境因素、免疫异常和肠道微生物群之间复杂相互作用的结果[2]。目前,UC的临床治疗主要依赖氨基水杨酸类、糖皮质激素和生物制剂等,但这些疗法存在成本高、易产生耐药性及诸多不良反应等问题。因此,探索安全、有效且易于获得的辅助或替代治疗策略具有重要的现实意义。
近年来,肠道菌群作为连接环境因素与宿主健康的核心枢纽,在UC发病机制中的作用成为研究焦点。2022年的一项大规模宏基因组学研究进一步证实,UC患者肠道菌群存在高度一致的失调特征,包括微生物多样性显著降低、短链脂肪酸产生菌(如毛螺菌科、瘤胃球菌科等)的耗竭,以及兼性厌氧的变形菌门(特别是肠杆菌科)等促炎菌群的异常扩张[2]。这种生态失衡不仅削弱了肠道上皮屏障功能,还通过调节宿主免疫,如激活NF-κB等经典炎症通路,驱动肠道炎症的持续发展[3]。因此,通过膳食干预调控肠道菌群,恢复微生态平衡,被认为是防治UC的潜在有效途径。
红茶是全球高消费量饮品,富含茶黄素、茶红素等大分子多酚,这些成分大部分不易被上消化道吸收,从而能够高效地抵达结肠并与肠道微生物发生相互作用。已有研究报道,红茶及其活性成分具有抗炎、抗氧化和调节肠道菌群的潜力[4-5]。例如,研究发现红茶多酚可以促进阿克曼菌(Akkermansia)、乳酸杆菌等有益菌的生长,并抑制病原菌的定植。然而,红茶是否能够通过特异性重塑UC状态下的肠道菌群结构,并进一步影响其功能代谢,从而发挥其抗结肠炎作用,其具体调控机制尚不明确。16S rRNA测序功能预测可提供线索,但仍需代谢组学验证。
红茶具有调节菌群的潜力,但其在UC背景下,如何通过多维度、系统性重塑肠道菌群(多样性、群落结构、功能)来发挥治疗作用,尚缺乏清晰的阐释。本研究旨在利用葡聚糖硫酸钠(dextran sulfate sodium,DSS)诱导的小鼠UC模型,综合运用组织病理学、免疫组化和16S rRNA基因测序技术,深入探究:1)红茶对结肠炎病理损伤和局部炎症的改善效果;2)红茶对肠道菌群α和β多样性、各分类层级群落结构以及关键标志性物种的影响;3)红茶干预后菌群潜在功能代谢途径的变化。本研究通过关联菌群结构与炎症表型,并结合功能预测分析,旨在为阐明红茶通过“微生物-宿主”轴缓解结肠炎的可能机制提供线索和实验证据,并为将红茶开发为一种基于食源的微生态调节剂、辅助管理肠道健康的膳食方案提供理论支持。
1 材料与方法
1.1 材料与试剂
红茶,福建武夷山国家级自然保护区正山茶业有限公司;DSS,美国MP Biomedicals 公司;美沙拉嗪肠溶片,黑龙江天宏药业股份有限公司;无水乙醇,西陇科学股份有限公司;二甲苯,福州宏新玻璃仪器有限公司;免疫组化染色试剂盒、DAB 显色试剂盒、磷酸盐缓冲液(粉剂)、柠檬酸钠修复液,福州迈新生物技术有限公司;苏木素溶液、伊红染液,北京 Solarbio 公司;多聚甲醛,福州飞净生物科技有限公司;IL-1β抗体、IL-6抗体、TNF-α抗体,美国CST公司。
1.2 仪器与设备
ZT-14V1生物组织自动脱水机、YB-7LF石蜡包埋机、YT-7FB生物组织摊烤片机,湖北孝感亚光医用电子技术公司;RM2125 RTS全自动石蜡切片机,德国徕卡仪器有限公司;MDS-ML 30x智能组织切片扫描仪,杭州医派智能科技有限公司。
1.3 实验动物
6周龄雄性C57BL/6小鼠,体质量22～24 g。上海斯莱克实验动物有限责任公司,饲养于福建中医药大学实验动物中心SPF级实验室。饲养条件为温度(24±2) ℃,湿度50%～60%,光照/黑暗周期循环12 h,摄食及饮水自由。24只小鼠随机分为对照组、DSS肠炎模型组、红茶干预组、美沙拉嗪组,每组各6只。红茶[450 mg/(kg·d)][6]和美沙拉嗪[20 mg/(kg·d)]每日灌胃1次,每次100 μL。对照组及模型组每日灌胃等量双蒸馏水代替。所有动物实验操作均符合实验动物护理和使用指南的要求,伦理审查编号:FJTCM IACUC 2022146。
1.4 红茶提取物制备
红茶茶样取自福建武夷山国家级自然保护区正山茶业有限公司,称取250 g茶样,浸入100 ℃沸水,回流提取2次,45 min/次,滤液经减压浓缩,冷冻干燥,得茶提取物 55.20 g,分装于离心管中备用。
1.5 模型构建
采用成熟的慢性肠炎构建流程[7]:DSS组每天自由饮用新鲜配制质量分数为2%的DSS盐溶液连续饮用7 d,第8天换为正常饮用无菌蒸馏水持续14 d,2个完整周期后,进行第3次DSS饮用7 d,并于49 d取材。对照组小鼠自由饮用无菌蒸馏水。
1.6 实验方法
1.6.1 苏木精-伊红(hematoxylin-eosin,HE)染色观察小鼠结肠组织的病理学改变
实验结束时,用异氟烷麻醉小鼠,暴露腹主动脉采血,处死小鼠。仔细切除结肠,室温下在4 g/100 mL多聚甲醛中固定过夜,然后通过酒精梯度脱水,包埋石蜡。将结肠组织包埋于石蜡中,4 μm切片并进行HE染色(n=6)。切片在光学显微镜下200倍放大成像。
1.6.2 免疫组织化学染色法检测小鼠结肠组织中相关蛋白表达
组织切片经二甲苯脱蜡及梯度乙醇水化后,采用柠檬酸钠缓冲液进行热介导的抗原修复。随后,使用3%(体积分数)H2O2溶液阻断内源性过氧化物酶活性,并用血清封闭非特异位点。切片于4 ℃与一抗孵育过夜,随后依次滴加生物素化标记的二抗和辣根过氧化物酶标记的链霉亲和素复合物进行孵育。3,3′-二氨基联苯胺显色后苏木素复染,封片48 h后在光学显微镜下200倍放大成像。利用Image J软件随机选取每组6个切片视场进行分析。
1.6.3 高通量16S rRNA基因测序分析
1.6.3.1 16S rRNA 测序流程
冷冻粪便样本经均质化处理后,采用16S rRNA基因V3～V4区特异性引物(341F/805R)进行PCR扩增,扩增产物经纯化后构建测序文库,通过Illumina MiSeq平台进行PE250双端测序。所有样本DNA提取均经过严格质检,PCR扩增时引入特异性条形码,建库过程中采用磁珠筛选去除小片段杂质,最终合格文库按浓度标准化后上机测序。
1.6.3.2 数据处理
采用dada2软件包对测序数据进行去噪处理并生成扩增子序列变异,随后进行QIIME进行OTU分析和α多样性(Chao1、Ace、Shannon、Simpson指数)计算。基于Silva数据库(v138)注释分类信息后,使用Z-score标准化差异菌相对丰度并构建热图,同时进行β多样性分析。通过线性判别分析效应量(linear discriminant analysis effect size,LEfSe)方法筛选组间差异生物标志物,并利用软件PICRUSt2预测功能丰度,最后通过igraph包实现属水平菌群相关性网络可视化。
1.7 统计与分析
采用 SPSS 27.0、GraphPad Prism 7 软件对实验数据进行统计分析,所得数据用“平均值±标准差”表示。数据首先进行方差齐性检验和正态性检验,实验数据符合正态分布,2组间数据的差异通过t检验。P<0.05为差异具有统计学意义。
2 结果与分析
2.1 红茶对DSS-UC小鼠肠组织病理结构的影响
HE 染色观察各组小鼠结肠组织病理学形态,结果如图1所示,对照组小鼠结肠上皮结构完整,无炎症细胞浸润,隐窝排列规整;DSS肠炎模型组小鼠结肠组织出现较多炎性浸润、上皮缺失、隐窝结构紊乱;而红茶干预组和美沙拉嗪组小鼠结肠炎性浸润减少,部分隐窝结构较模型组完整,证实红茶干预能够减轻DSS造成的小鼠肠组织病理损伤。
a-对照组;b-DSS肠炎模型组;c-红茶干预组;d-美沙拉嗪组
图1 各组小鼠结肠组织结构观察(200×)
Fig.1 Histological observation of colon tissue in different groups of mice (200×)
2.2 红茶对DSS-UC小鼠肠组织炎症水平的影响
免疫组化染色结果如图2所示,与对照组相比,DSS肠炎模型组小鼠结肠组织炎症因子IL-1β、IL-6及TNF-α的阳性染色显著增多,表达水平均显著上调(与对照组相比,P<0.05),红茶和美沙拉嗪干预后,可显著下调IL-1β、IL-6及TNF-α在组织切片中的表达(与模型组相比,P<0.05)。红茶和美沙拉嗪可下调DSS小鼠肠组织中IL-1β、IL-6、TNF-α的表达,减轻DSS引发的炎症反应。
a-各组小鼠结肠组织中IL-1β表达情况;b-各组小鼠结肠组织中IL-1β表达的阳性面积占比;c-免疫组化检测各组小鼠结肠组织中IL-6表达情况;d-各组小鼠结肠组织中IL-6表达的阳性面积占比;e-各组小鼠结肠组织中TNF-α表达情况;f-各组小鼠结肠组织中TNF-α表达的阳性面积占比
图2 免疫组化检测各组小鼠肠组织炎性因子表达情况
Fig.2 Analysis of inflammatory factor expression in intestinal tissue of different groups of mice by immunohistochemistry
注:*表示与对照组相比具有显著差异(P<0.05),#表示与模型组相比具有显著差异(P<0.05)(下同)。
a-Chao1指数;b-ACE指数;c-Shannon指数;d-Simpson指数
图3 各组小鼠肠道菌群的α多样性分析
Fig.3 α-Diversity analysis of gut microbiota in each group of mice
a-基于Weighted UniFrac距离的主坐标分析;b-基于binary_jaccard的NMDS分析
图4 各组小鼠肠道菌群的β多样性分析
Fig.4 β-Diversity analysis of gut microbiota in each group of mice
2.3 红茶对DSS-UC小鼠肠道菌群的影响
2.3.1 α多样性分析
采用Chao1、ACE、Shannon和Simpson指数评估各组微生物群落的丰富度与多样性特征,通过组间差异检验比较各指数的统计学差异(图3)。结果显示,对照组的Chao1指数和ACE指数均显著高于DSS肠炎模型组,红茶和美沙拉嗪干预后,其Chao1指数和ACE指数与模型组相比均显著升高(P<0.05),提示模型组的菌群物种丰富度显著低于对照组,红茶和美沙拉嗪干预能够显著提升菌群丰富度。而Shannon指数与Simpson指数在各组间均无显著差异(P>0.05),提示不同组间微生物群落的物种分布均匀度未表现出明显差别。
2.3.2 β多样性分析
在肠道菌群β多样性分析中(图4),基于Weighted UniFrac距离的主坐标分析(PC1解释了36.3%的差异,PC2解释了17.57%的差异)结果显示,对照组样本聚集在PC1中高值区域,形成相对独立的聚类簇,说明其肠道菌群结构具有较高的一致性;DSS肠炎模型组样本分布较分散,聚类椭圆范围较大,提示该组肠道菌群结构异质性较高;红茶干预组与美沙拉嗪组的样本在PC1和PC2的中低值区域存在明显重叠,表明这2组的肠道菌群结构具有一定相似性,同时与对照组也有部分重叠区域,说明它们的菌群结构与对照组存在一定关联。基于binary_jaccard非度量多维尺度(non-metric multidimensional scaling,NMDS)分析的应力值为0.12(<0.2),说明NMDS结果能够较好地反映各组间地实际差异,结果显示4组可明显区分。上述结果直观地揭示各组的肠道菌群结构存在明显差异。
2.3.3 菌群结构分析
为评估组间在特定分类单元上的丰度差异,使用Kruskal-Wallis检验进行多组比较,若存在显著差异,则进一步使用Dunn’s事后检验进行两两比较。P<0.05表示差异显著。
如图5-a所示,门水平:拟杆菌门(Bacteroidota)和厚壁菌门(Firmicutes)为各组的优势门类,相对丰度占比之和>75%,且在不同分组间呈现显著差异,与对照组相比,DSS肠炎模型组厚壁菌门与拟杆菌门比值略微升高,而红茶和美沙拉嗪干预后,该比值显著降低;对于其他门类螺旋菌门(Spirochaetota)、变形菌门(Proteobacteria)、脱铁杆菌门(Deferribacterota)、帕忒菌门(Patescibacteria)等,其相对丰度在各分组中占比虽较低(<6%),但组间仍存在差异,例如,与对照组对比,Proteobacteria和Deferribacterota在模型组的相对丰度显著升高,而红茶干预后显著降低。
a-门水平;b-属水平
图5 各组小鼠肠道菌群在门和属水平上的相对丰度
Fig.5 Relative abundance of gut microbiota at the phylum and genus levels in each group of mice
如图5-b所示,属水平:DSS肠炎模型组中杜氏藻属(Dubosiella)相对丰度(约11%)显著高于对照组(2%),红茶和美沙拉嗪干预后,其相对丰度较模型组显著降低(均为2%);乳杆菌属(Lactobacillus)在对照组中相对丰度较为突出(约12%),在模型组、红茶干预组和美沙拉嗪组中显著降低;其他菌属如粘螺菌属(Mucispirillum)、副萨特氏菌属(Parasutterella)、埃希氏菌-志贺氏菌属(Escherichia-Shigella)、狭义梭菌属 1(Clostridium_sensu_stricto_1)虽然在各组中的相对丰度较低,但是在不同组别中均存在显著性差异,其相对丰度在模型组中均显著升高,而在红茶和美沙拉嗪干预后均显著降低;回肠杆菌(Ileibacterium)在模型组中相对丰度显著降低,而在红茶干预后显著升高。
2.3.4 菌群物种组成的差异分析
为了识别红茶干预前后肠道菌群间的特征性差异物种,采用LEfSe方法对DSS肠炎模型组和红茶干预组进行比较分析,线性判别分析值(linear discriminant analysis,LDA)的阈值设定为4,结果如图6-a所示,共有9个物种对2个组的物种组成差异影响较大。其中,7 个物种在DSS肠炎模型组中显著富集,包括变形菌门(Proteobacteria, LDA=4.32, P=0.020)、γ变形菌纲(Gammaproteobacteria, LDA=4.32, P=0.020)、伯克氏菌目(Burkholderiales, LDA=4.13,P=0.014)、萨特氏菌科(Sutterellaceae, LDA=4.13,P=0.014)、副萨特氏菌属(Parasutterella,LDA=4.13,P=0.014)、产酸拟杆菌(Bacteroides_acidifaciens,LDA=4.24,P=0.007)和脱硫弧菌(Desulfovibrio_fairfieldensis,LDA=4.07,P=0.010);2个物种在红茶干预组中显著富集,影响最大的是鼠肠菌科(Muribaculaceae,LDA=4.97,P=0.010),其次为布劳特氏菌属(Blautia,LDA=4.03,P=0.014)。进一步绘制物种进化分支图,以探究上述差异物种的进化关系。由图6-b 可知,变形菌门是DSS肠炎模型小鼠的特征细菌门类;此外,模型组的特征物种大部分属于变形菌门,包括γ变形菌纲、伯克氏菌目、萨特氏菌科和脱硫弧菌;而红茶干预组的特征物种则较为分散,没有明显进化关系。
a-DSS肠炎模型组与红茶干预组LDA值分布柱状图;b-进化分支图
图6 各组小鼠肠道菌群线性判别分析
Fig.6 Linear discriminant analysis effect size of gut microbiota in each group of mice
a-基于PICRUSt2功能预测PCA;b-模型组与红茶干预组功能预测火山图
图7 各组小鼠肠道菌群的功能预测分析
Fig.7 Functional prediction analysis of intestinal microbiota in each group of mice
2.3.5 菌群功能预测分析
基于软件PICRUSt2各组小鼠肠道菌群功能预测进行的主成分分析(principal component analysis,PCA)体现了各组间样本功能分布的差异(见图7),进一步通过功能预测火山图比较DSS肠炎模型组和红茶干预组肠道菌群的功能差异,如图所示,2组小鼠肠道菌群一共鉴定出353个MetaCyc功能单位,其中10个功能单位在DSS肠炎模型组小鼠中上调,包括P23-PWY、P461-PWY、HEMESYN2-PWY、PWY-7377、PWY-5088、PWY-5022、PWY-6876、PWY0-1338、PWY-5182和CODH-PWY,涉及还原性三羧酸循环、己糖醇发酵产酸醇、谷氨酸降解产丙酸、血红素厌氧合成、钴胺素前体合成、异丙醇合成、多黏菌素耐药性、甲苯有氧降解等;而在红茶干预组小鼠中高表达的功能是PWY-7315(dTDP-N-acetylthomosamine biosynthesis)、PWY-6396(superpathway of 2,3-butanediol biosynthesis)、METH-ACETATE-PWY(methanogenesis from acetate)和NAD-BIOSYNTHESIS-Ⅱ(NAD salvage pathway Ⅱ),主要涉及糖类衍生物合成、2,3-丁二醇合成和辅酶再生代谢等。
3 结论与讨论
作为炎症性肠病 (inflammatory bowel disease,IBD)的重要亚型,UC是一种复杂的慢性炎症性肠病,其发病与肠道免疫失调和菌群紊乱密切相关[8]。越来越多的研究表明,肠道菌群组成及代谢的改变能显著影响肠道免疫与UC进程:肠道黏膜固有层中炎性效应细胞与抗炎调节细胞的动态平衡,会因菌群失调被打破,进而导致肠黏膜相关炎症因子过度激活,引发炎性损伤[3]。本研究证实,红茶干预能够显著缓解DSS诱导的小鼠结肠炎,其保护作用体现在改善结肠组织病理损伤、抑制促炎因子表达以及重塑肠道菌群结构与功能。这为将红茶作为一种潜在的微生态调节剂用于IBD的膳食干预提供了有力的科学依据。
在肠道组织病理结构方面,DSS诱导的结肠炎模型小鼠表现出典型的炎症症状,包括肠道上皮结构损伤、炎症细胞浸润以及隐窝结构紊乱[9]。这些病理变化与IBD的临床表现高度一致,如在UC中,上皮完整性受损与疾病复发密切相关[10]。肠道屏障功能受损是IBD发病的关键环节,多种天然产物香草酸[11]、生姜多糖[12]等,均被证实可通过修复肠道上皮稳态、抑制细胞凋亡或调节紧密连接蛋白(如ZO-1、Occludin、Claudin-1)的表达来改善结肠炎症状。红茶中的茶多酚、茶黄素等活性成分也被报道可通过抑制黏膜上皮细胞凋亡、促进上皮细胞增殖,加速受损肠道黏膜的修复,阻断“肠屏障破坏-炎症加重”的恶性循环,进而减轻结肠炎症状[13-15]。本研究结果显示,红茶干预显著减轻了这些病理损伤,炎症浸润减少,部分隐窝结构得以恢复,表明红茶对维持肠道屏障完整性具有保护作用,与其活性成分茶多酚、茶黄素等对肠组织病理的减轻效应相符。
炎症因子表达是评估结肠炎严重程度的重要指标,DSS诱导的结肠炎通常伴随着促炎细胞因子(如IL-1β、IL-6和TNF-α)的显著升高[9]。这些细胞因子在IBD的炎症级联反应中发挥核心作用,导致肠道组织损伤和功能障碍[16]。本研究通过免疫组化染色发现,DSS模型组小鼠结肠组织中IL-1β、IL-6和TNF-α的阳性染色显著增多,表达水平显著上调。红茶干预能够显著下调这些促炎因子的表达,其效果与美沙拉嗪(一种IBD治疗常用药物)相似。这与多项关于茶多酚抗炎作用的研究相一致。例如,红茶中的特征性成分茶黄素已被证明能够抑制核因子κB(NF-κB)和丝裂原活化蛋白激酶(MAPK)信号通路的激活,从而减少下游促炎因子的转录和释放[11]。TNF-α是驱动UC病理进程的核心因子,其单克隆抗体是临床治疗UC的重要生物制剂[17]。本研究结果表明,红茶可能通过一种天然的、多靶点的方式,达到了类似的抗炎效果。
肠道菌群紊乱是UC发病的关键驱动因素,表现为菌群多样性降低、优势菌群失衡及有害菌富集[2]。本研究通过多维度菌群分析,揭示了红茶对DSS所致菌群失调的逆转作用:1)恢复菌群丰富度与结构:DSS建模导致菌群丰富度(Chao1和ACE指数)显著下降,这与UC患者肠道菌群丰度降低的临床特征一致;而红茶干预有效恢复了菌群丰富度,表明其具有促进微生物多样性重建的能力。β多样性分析显示,红茶组与美沙拉嗪组菌群结构高度相似,且均向正常组靠拢,提示红茶与药物在调节菌群方面可能共享部分作用途径。2)调节关键菌群:在门水平上,红茶显著降低了DSS引起的厚壁菌门/拟杆菌门(F/B)比值的升高。F/B比值被认为是衡量肠道微生态平衡的重要指标,其在IBD患者和模型动物中常异常升高[18]。此外,红茶干预可降低模型组中异常升高的变形菌门(Proteobacteria)与脱铁杆菌门(Deferribacterota)丰度——变形菌门的富集是肠道“促炎菌群”扩张的标志,其丰度升高会加剧内毒素释放与炎症反应[19],而Deferribacterota的减少可能与肠道铁离子代谢平衡的恢复有关,间接减轻铁依赖型炎症损伤[20]。红茶能有效抑制Proteobacteria和Deferribacterota的扩张,这对于控制肠道炎症至关重要。3)锁定特征差异物种:LEfSe分析显示红茶组显著富集的鼠杆菌科(Muribaculaceae)和布劳特氏菌属(Blautia),是红茶干预组的核心特征物种。鼠杆菌科(Muribaculaceae)作为肠道有益菌科,是重要的膳食纤维降解菌,其发酵产生的短链脂肪酸,如乙酸盐和丁酸盐,是维持结肠上皮细胞能量供应和肠道屏障完整性的关键物质,其丰度降低与肠道屏障功能受损相关[21];而Blautia 作为一种产丁酸盐的菌属,不仅具有抗炎特性,还与改善代谢健康相关[22]。与此同时,红茶可显著降低模型组中高表达的副萨特氏菌属(Parasutterella)、脱硫弧菌(Desulfovibrio)、杜氏藻属(Dubosiella)等菌群。有研究报道Parasutterella与胆汁酸代谢异常有关,其丰度在IBD患者中升高;Desulfovibrio作为一种硫酸盐还原菌,能产生具有上皮细胞毒性的硫化氢,与UC的发病机制密切相关;Dubosiella丰度在IBD(含UC)患者中显著升高,且已有证据表明其可通过抑制肠道有益短链脂肪酸(如丁酸)的生成、破坏肠上皮紧密连接蛋白表达,同时促进TNF-α、IL-6等促炎因子释放,加剧肠道炎症与黏膜损伤[3,23-24]。因此,红茶干预具有“抑制有害菌-促进有益菌”的双向调控效应,进一步证实红茶可通过重塑菌群组成改善肠道微生态。4)预测微生物代谢功能变化:菌群功能的改变是菌群结构紊乱影响宿主健康的核心环节,基于软件PICRUSt2的功能预测分析显示,红茶干预后DSS小鼠肠道菌群的潜在代谢功能可能发生调整。DSS肠炎模型组中上调的10个功能单位多与促炎相关代谢及耐药性相关,如多黏菌素耐药性通路(PWY0-1338)的激活可能与肠道有害菌耐药基因富集有关[25],甲苯有氧降解通路(PWY-5182)的异常可能反映肠道环境的氧化应激加剧,还原性三羧酸循环(P23-PWY)和钴胺素合成(PWY-7377)等通路,可能反映了在炎症应激下菌群代谢模式的转变,这与IBD中观察到的微生物核心能量代谢和辅因子合成功能普遍失调的范式相一致[2]。与之相反,红茶干预组中高表达的功能单位(如PWY-7315、PWY-6396)多涉及糖类衍生物合成、2,3-丁二醇合成及辅酶再生,其中2,3-丁二醇作为肠道有益菌的代谢产物,可通过调节肠道pH值抑制有害菌生长,同时减轻肠道炎症反应[26],而辅酶再生通路(NAD-BIOSYNTHESIS-Ⅱ)的激活则有助于维持肠道细胞的能量代谢稳态,为肠道黏膜修复提供能量支持[27]。这些预测性的功能差异提示,红茶干预在重塑菌群结构的同时,可能也伴随着菌群代谢功能的适应性变化。然而,这些预测结果需要后续通过宏基因组学、代谢组学等技术对菌群基因功能和肠道代谢物进行直接检测来验证,这可能是其缓解结肠炎机制的一个重要研究方向。
综上所述,本研究证实红茶能够通过多靶点调控肠道菌群,有效缓解DSS诱导的小鼠结肠炎。其作用包括恢复菌群丰富度、优化菌群结构(抑制变形菌门等有害菌,促进鼠杆菌科等有益菌)、并调节菌群功能代谢(促进糖类衍生物合成、2,3-丁二醇合成及辅酶再生等代谢修复与稳态维持),最终协同发挥抗炎和肠黏膜保护作用。本研究深化了对红茶健康益处的理解,特别是其在微生态调节方面的潜力。未来的研究需结合宏基因组学、代谢组学及无菌动物粪菌移植实验,直接鉴定关键活性代谢物并验证其因果作用,以更完整地阐释红茶通过肠道菌群发挥益处的机制,为开发红茶或其活性成分作为IBD的辅助治疗策略提供更坚实的理论基础。
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