清酒广布乳杆菌(Latilactobacillus sakei)广泛存在于多种生态位中,包括发酵蔬菜、发酵肉制品、乳制品等,并已广泛应用于食品工业[1]。在发酵肉制品中,一些乳酸菌(lactic acid bacteria, LAB)在蛋白质水解和脂质分解中发挥重要作用,赋予产品独特的风味和质地,同时抑制致病微生物的繁殖。在发酵乳制品中,LAB通过益生功能提升感官特性和营养价值,对人类健康有益[2]。值得注意的是,L.sakei展现出显著的细菌素生成能力,能够合成多种II类细菌素,如Sakacin Q、Sakacin P和Lactocin_705_beta。这些化合物能够有效抑制包括单核细胞增生李斯特菌和金黄色葡萄球菌在内的致病菌。尽管L.sakei被广泛应用,现有研究主要侧重于其表型分析。因此,全面了解其在不同生态位中的基因组特征,对于揭示其功能基因、遗传特征和适应机制至关重要。
近年来,高通量测序技术和生物信息学的进展推动了L.sakei基因组研究的发展。比较基因组学分析作为益生菌研究中的一项重要工具[3],通过详细的基因组比较和揭示关键遗传决定因素,促进了功能基因分析的深入开展。CHAILLOU等[4]在2005年首次通过对L.sakei 23K株基因组的测序,揭示了受环境适应性影响的3个不同系统发育谱系的存在。随后,NYQUIST等[5]的基因组分析进一步突出显示了加工肉制品菌株中的遗传适应,鉴定了与核苷酸代谢、精氨酸分解及氧化应激反应相关的基因,这些基因在肉类加工条件下的生存中起着至关重要的作用。这些研究强调了生态位在塑造L.sakei菌株遗传多样性和进化过程中的重要作用[1]。
本研究对奶酪、酸马奶及泡菜水分离鉴定的7株L.sakei进行了全基因组测序和组装,结合NCBI数据库[6]的98株L.sakei基因组信息进行分析。从菌株的遗传背景、基因组特征及功能基因方面进行比较基因组学分析。本文在前期研究的基础上进行了扩展和补充,为揭示L.sakei在生态多样性和功能方面的适应机制提供了宝贵的见解。
1 材料与方法
1.1 菌株信息
本实验所采用7株菌包括1株来自新疆奶酪的菌株(IMAU16183)、1株来自蒙古酸马奶的菌株(IMAU16184)、1株来自湖北泡菜水的菌株(WFPCS2-1),以及4株来自阿拉伯联合酋长国发酵奶酪的菌株(IMAU16179、IMAU16180、IMAU16181和IMAU16182)保藏于内蒙古农业大学乳酸菌种质资源库。98株来源于NCBI RefSeq数据库[6](截至2024年5月7日)全基因组序列。利用checkM[7](V1.1.9)评估基因组质量,剔除其中基因组完整度<95%,污染度>5%的基因组,基本信息见电子版增强出版附表1和附表2(https://doi.org/10.13995/j.cnki.11-1802/ts.044981,下同)。
1.2 细菌菌株培养、DNA提取和全基因组测序
菌株在MRS液体培养基中厌氧生长48 h后,4 000×g离心5 min收集菌体,然后用磷酸盐缓冲液洗2次。使用Wizard®基因组DNA纯化试剂盒对细菌基因组DNA进行提取。DNA提取完毕后,用NanoDrop分光光度计测定OD260/280值在1.8～2.0为符合标准。同时,确保检测到的DNA含量超过20 ng/μL,将符合要求的DNA由北京诺禾致源科技股份有限公司使用Illumina NovaSeq平台进行基因组测序,选取150 bp的DNA片段来构建Pair-end测序文库,单株测序数据量约1 Gb,数据平均覆盖度在500×左右。
测序数据通过readfq.v5.0软件进行过滤,以保留高质量数据目标覆盖度约为100x[8]。基因组组装使用SOAPdenove2软件(v2.0)[9],随后使用SOAP软件(v2.2)[10]对单碱基错误进行校正。使用GapCloser软件(http://sourceforge.net/proiects/soapdenovo2/files/GapCloser/)填充内部gap,完成基因组的组装拼接。
1.3 平均核苷酸同一性(average nucleotide identity, ANI)计算
ANI分析是通过菌株基因组鉴定种内亲缘关系的方法,通过fastANI[11]进行清酒广布乳杆菌基因组成对ANI值计算。
1.4 核-泛基因集与系统发育树构建
基因组注释通过默认参数的Prokka(v1.14.6)[12]软件进行,并使用Roary(v3.7.0)[13]软件进行泛基因组和核心基因组分析,所有参数均为默认值。基于核心基因的系统发育树由Treebest软件(http://www.mybiosoftware.com/treebest)采用邻接法构建,bootstrap值1 000。
1.5 同源蛋白簇(cluster of orthologous groups of proteins, COG)功能注释
使用COG数据库[14]进行蛋白质同源序列比对,完成功能注释。所使用的具体参数为(-a 20 -m 8 -b 1 -v 3 -e 1e-10)
1.6 碳水化合物酶(carbohydrate-active enzymes database, CAZy)注释
使用CAZy[15]数据库对105株L.sakei进行碳水化合物活性酶注释。
1.7 CRISPR/Cas系统分析
使用CRISPRCasType[16]软件,对105株L.sakei菌株的CRISPR和Cas基因进行了鉴定。使用Blastn[17]将CRISPR间隔序列与GenBank核酸数据库进行比对,以确认L.sakei中识别的间隔序列的来源。
1.8 统计分析及数据可视化
数据以“平均值±标准差”表示。使用Wilcoxon检验来评估统计学显著性(P<0.05),这些检验使用SRplot在线网站进行计算。使用SRplot在线网站绘制箱线图,用TBtools软件[18]计算并可视化ANI热图,使用Chiplot在线网站(https://www.chiplot.online)对系统发育树进行可视化展示。
2 结果与分析
2.1 基因组基本特征分析
为了探究L.sakei基因组特征,本研究完成了7株 L.sakei测序组装,其基因组大小(1.94±0.03) Mb,GC含量为(41.01±0.04)%,编码序列(coding sequences, CDS)为(1 902.57±45.81)个,基因组完整度>98%,污染度<3%,具体信息见附表1,结果表明,这7株菌株基因组质量较高,适用于后续生物信息分析,这7株基因组序列已经上传国家微生物科学数据中心(https://nmdc.cn/resource/genomics/genome/detail/NMDC60213992)。98株来源于NCBI RefSeq数据库[6]L.sakei的基因组大小、GC含量、CDS数量进行了统计分析。结果显示98株L.sakei基因组大小(1.98±0.07) Mb、GC含量为(41.05±0.12)%、CDS为(1 960±80)个,基因组完整度>97%,污染度<3%,结果表明,这98株菌株基因组质量较高,适用于后续生物信息分析,具体信息见附表2。
对不同L.sakei菌株基本信息的统计分析显示,植物源菌株基因组长度显著高于动物和乳源的菌株(P<0.05)。此外,不同来源菌株的GC含量之间没有显著差异(P>0.05)。此外,植物源菌株的CDS数量与动物源和乳源菌株的CDS数量存在显著差异(P<0.05;附图1-A～附图1-C)
2.2 平均核苷酸同一性分析
ANI是通过比对基因组的同源序列以鉴定菌株亲缘关系。在比较基因组学分析过程中,ANI可用于评估基因组间多态性的程度,也可判断基因组之间的相似性,一般认为ANI值>95%即为同一物种[19]。105个基因组与模式株ATCC 15521T两两之间进行ANI值计算,结果如附图1-D显示两两之间ANI值均大于96.85%,这验证了105株菌为同一物种。ANI在附图1-D中明显的分为了三支,且分支内的ANI值高于分支间的ANI值(分支内ANI值为(98.62±0.74)%,分支间ANI值为(97.46±0.76)%。
2.3 核-泛基因集与系统发育树分析
本研究105株不同地区L.sakei基因组序列提供相对全面的泛基因信息。分析发现,泛基因数量为7 901个,其中902个核心基因,占比11.4%;软核基因353个,占比4.5%;壳基因1 126个,占比14.3%;云基因5 520个,占比69.8%。如附图2-A所示,L.sakei的核心基因数量随着菌株数量的增加而趋于稳定,而总泛基因数量则呈上升趋势。然而,泛基因组指数拟合方程显示指数值<0.5[20],这表明L.sakei泛基因组是封闭的。
为了探究105株L.sakei的进化关系,本研究采用邻接法,基于核心基因构建了无外群及以L.sakei亲缘关系较近的Latilactobacillus graminis DSM20719T和Latilactobacillus curvatus DSM20019T作为外群的系统发育树。结果显示105株L.sakei 分为3个遗传分支CladeⅠ、CladeⅡ及CladeⅢ,CladeI仅包含2株植物源菌株,发酵食品源菌株(46.94%)在CladeⅡ存在相对聚集趋势,而植物源菌株(35.19%)在CladeⅢ存在相对聚集趋势,表明菌株可能发生了生境适应性进化。在乳源菌株中,5株菌聚集在CladeⅢ,与中国的浙江乳源菌株ZFM220和ZFM225遗传距离较近,IMAU16183和IMAU16184与德国香肠TMW1.379菌株在CladeⅡ遗传距离较近,具体见图1。
a-L.graminis DSM20719T和L.curvatus DSM20019T结合105株L.sakei构建有外群系统发育树;b-基于105株L.sakei核心基因构建无外群系统发树
图1 105株L.sakei邻接法构建的系统发育树
Fig.1 Phylogenetic tree of 105 L.sakei strains by neighbor-joining method
2.4 COG功能注释分析
为了解105株L.sakei的功能基因组,本研究对每一株菌的核酸序进行了COG功能注释,结果如图2所示。一共注释到20个功能分类,对L.sakei全基因的功能分析表明,基因组包括复制、转录、翻译、碳水化合物代谢、氨基酸代谢、脂质代谢等相关基因。其中,除了S类和R类外,参与J族翻译、核糖体结构和生物合成的基因最多(8.23%),碳水化合物代谢相关基因约占功能基因的6.56%,氨基酸代谢相关基因占功能基因的6.56%(附图2-B)。
为进一步了解105株L.sakei不同分支及分离源的基因组差异,本研究对105株L.sakei菌株COG进行富集,在CladeⅡ和CladeⅢ的菌株之间存在显著差异(P<0.05),其中动物源菌株和植物源菌株相比于其余菌株功能分类中的拷贝数最多(图2),与本实验室分离的乳源菌株相比也是如此,这很可能与生态位适应性进化有关。
A～K-不同遗传分支功能类别基因拷贝数显著性差异分析;a～q-不同分离源功能类别基因拷贝数显著性差异分析
图2 105株L.sakei不同遗传分支及分离源COG功能类别显著性差异分析
Fig.2 Significant differences in COG functional categories across 105 L.sakei strains from different genetic branches and isolation sources
注:显著性水平:ns表示P>0.05;*表示P<0.05;**表示P<0.01;***表示P<0.001;****表示P<0.000 1,(下同)。
2.5 碳水化合物利用能力分析
为了阐明L.sakei对碳水化合物的详细利用情况,根据CAZy数据库对105株L.sakei的基因组进行了注释,如图3所示,105株L.sakei共注释到51种碳水化合物活性酶,其中包括22种糖基水解酶家族(glycoside hydrolases, GHs)、11种糖基转移酶家族(glycosyl transferases, GTs)、6种碳水化合物结合模块(carbohydrate-binding modules, CBMs)、9种碳水化合物酯酶家族(carbohydrate esterases, CEs)、2种辅助模块酶类(auxiliary activities, AAS)、1种多糖裂解酶类(polysaccharide lyases, PLs)。其中GHs和GTs最为丰富,其次是CBMs。GHs是碳水化合物利用的关键酶,105株L.sakei均编码GH73、GH1、GH13和GH109家族,主要参与纤维素代谢和糖原的分解[21]。CBM通过与GH结构域肽链串联,从而增加GHs对碳水化合物的亲和性,CBM家族能够促进催化活性结构与碳水化合物的结合,数量最多的CBM50与裂解几丁质与肽聚糖的酶相关。GT2和GT4是GT家族中数量较多的成员,主要编码蔗糖合酶、纤维素合酶等酶类,与蔗糖等二糖以及脂多糖、纤维素等合成相关。CE1的数量明显高于其他CE家族成员,它们主要参与纤维素和半纤维素的降解。
在检出数≥15株的32种碳水化合物酶家族中,有12个CAZy家族在CladeⅡ和CladeⅢ中表现出显著差异,其中包括3个CE家族、7个GH家族、1个CBM家族和1个AA家族。这些家族包括CE4、CE6、CE10、GH32、GH42、GH43、GH65、GH73、GH88和GH91、AA10、CBM50。在纤维素代谢相关的CE6家族和与几丁质代谢相关的CE4家族,CladeⅡ内菌株的基因拷贝数总体上高于CladeⅢ的菌株。其余的碳水化合物酶家族的基因拷贝数CladeⅢ高于CladeⅡ(图3,P<0.05)。
在检出数≥15株的32种碳水化合物酶家族中,发现14个CAZy家族存在分离源差异,其中包括GH2、GH32、GH42、GH65、GH88、GH91、GH109、CBM50、GT26、GT51、CE1、CE4、CE6和CE7。值得注意的是,与果糖代谢相关的GH91家族及葡萄糖代谢相关的GH88家族,在植物源菌株中的基因拷贝数高于动物源菌株。参与寡糖水解的GH1家族、与肽聚糖代谢相关的GT51家族以及与果糖代谢相关的GH32家族,在发酵食品菌株中的基因拷贝数低于植物源菌株(P<0.05)。在植物源菌株中,水解淀粉的GH13家族基因拷贝数较为集中,这一结果反映了植物源菌株适应其生存环境中丰富的蔗糖及淀粉环境[21]。此外,水解半乳糖的GH65家族,在乳源菌株中的基因拷贝数高于植物源菌株(P<0.05),这一差异体现了乳源菌株对乳糖丰富的宿主生境的适应性演化。
A～L-不同遗传分支CAZys家族基因拷贝数显著性差异分析;a～n-不同分离源CAZys家族基因拷贝数显著性差异分析
图3 105株L.sakei不同遗传分支及分离源CAZys家族基因拷贝数显著性差异分析
Fig.3 Significant differences in CAZy family gene copy numbers across 105 L.sakei strains from different genetic branches and isolation sources
2.6 CRISPR/Cas系统鉴定
CRISPR/Cas是一种防御系统,以保护自己免受病毒和其他外来遗传因素的影响,是古细菌和细菌的重要特征之一。在105株L.sakei基因组中,31株菌包含32个完整的CRISPR/Cas系统,36株包含至少一个确定的CRISPR阵列,17株存在19条孤儿CRISPR阵列(无Cas基因簇),菌株E23B、C21B各存在2条孤儿CRISPR。CRISPR/Cas有2种亚型,即IIC型(2株)和IIA型(30株),菌株ELA214064同时含有IIC型和IIA型(附图3-A～附图3-B)。
对CRISPR阵列重复序列进行分析,发现105个L.sakei包含56个鉴定的CRISPR序列,共发现18种重复序列,长度从26～36 bp不等,重复次数3～50次不等。对CRISPR阵列间隔序列的分析显示,CRISPR阵列间隔序列在L.sakei中序列数最多为49个,最少为2个,共获得1 045条序列,剔除重复序列后共获得468条序列,序列长度在29.7～38 bp,以30 bp为主。对GenBank核酸数据库中的468个序列进行Blastn搜索,得到5个靶向质粒,202个靶向细菌自身基因组非CRISPR阵列,66个靶向细菌自身基因组CRISPR阵列,39个靶向非自身细菌基因组,12个靶向噬菌体。基于对重复序列的系统发育分析,对清酒广布乳杆菌的CRISPR/Cas系统进行了更详细的分类。发现具有完整CRISPR/Cas系统的菌株都属于同一分支,这表明同一分离源CRISPR/Cas系统的重复序列在系统发育树上具有很高的同源性。
结果发现,90.9%(20/22)的动物源菌株、16.2%(6/37)的发酵食品源菌株、4.1%(1/24)的植物源菌株、11.1%(1/9)的乳源菌株及23.1%(3/13)的其他源菌株具有完整CRISPR/Cas系统,本实验分离的7株L.sakei中,只有IMAU16184存在CRISPR/Cas系统,但被噬菌体侵染,其他实验室菌株未检测到CRISPR/Cas系统。
3 讨论
L.sakei作为益生菌的候选菌株,广泛存在于多种生态位中。本研究对105株L.sakei菌株进行了比较基因组分析,以探索来自不同生态位菌株的遗传背景和功能基因组特征。对105株L.sakei菌株基因组特征分析发现,105株L.sakei的平均基因组大小为1.98 Mb,平均GC含量为41.05%,这与CHEN等[1]研究一致,平均GC含量低于植物乳植杆菌[22]、副干酪乳酪杆菌[23]。对不同生境来源菌株的基因组数据进行比较分析发现,植物源菌株的CDS及基因组大小均显著高于其他来源菌株(P<0.05)。此外,发酵食品源菌株的GC含量显著高于其他来源菌株(P<0.05)。上述结果表明,分离自不同生态位L.sakei菌株基因组具有多样性。
系统发育分析发现,分离自阿拉伯联合酋长国的4株乳源菌株聚类于CladeⅢ,而分离自中国和蒙古国的乳源菌株聚集在CladeⅡ。发酵食品菌株在CladeⅡ有聚集趋势,植物源菌株大多聚集于CladeⅢ。此外,对阿联酋与中国来源的菌株进行比较分析发现,二者遗传关系更近,中国来源的ZFM220、ZFM225及ZFM219菌株,与阿联酋来源的IMAU16179、IMAU16180、IMAU16181及IMAU16182菌株在CladeⅢ中距离更近。在CladeⅡ中,中国IMAU16183菌株与蒙古国IMAU16184菌株亲缘关系密切。上述结果表明,L.sakei的遗传进化受生长环境的影响大于地理因素。该发现与TER
N等[24]的研究结果一致。
对L.sakei的CAZys进行分析发现,GH家族基因拷贝数大于其他家族,GH1、GH73、GH109是L.sakei相对丰富的碳水化合物酶。这些酶参与各种化合物酶的代谢,如可溶性淀粉、甘露糖、木糖、半乳糖,这与何苗等[25]研究一致。GH25家族作为溶菌酶,参与肽聚糖和细胞壁的分解代谢,促进细胞分裂和防御,这些结果为L.sakei生存提供了竞争优势。动物源菌株拥有更多的CBM家族,其具有促进酶与底物结合、底物特异识别及提高酶催化效率的作用[26]。植物源菌株携带大量降解植物多糖GH91家族与促进蔗糖水解GH32家族基因,这与植物生境中淀粉及蔗糖含量丰富的环境特点相符。乳源菌株的GH1家族基因数量更多,从而帮助菌株适应乳源中乳糖丰富的环境,这与SUN等[27]研究结果一致。这些差异表明菌株存在生境适应现象。基于上述结果,不同生态来源的L.sakei菌株在碳水化合物相关基因上发生了适应性进化,这种进化由各菌株所处生境特有的环境压力驱动,本研究为证明清酒广布乳杆菌生境适应性提供了更进一步的数据支持。
对L.sakei基因组中CRISPR系统的存在情况和多样性进行分析。105株L.sakei有31株具有完整的CRISPR/Cas系统,主要以IIA型为主,这与YU等[28]研究结果一致。在与L.sakei有相似生态位的Latilactobacillus curvatus、Pediococcus damnosus、L.paracollinoides及L.rennini也发现了高度相似的IIA型CRISPR/Cas结构和相似的Cas蛋白序列,其中,L.curvatus通常出现在多种不同类型的食物中诸如肉类、蔬菜、谷物和青贮饲料等,而L.paracollinoides和P.damnosus是从变质的啤酒或酿酒厂环境中分离出来的,L.rennini最初是从凝乳酶中分离出来的,与奶酪腐败有关[29]。间隔序列的数量能够反应CRISPR/Cas的活性,从间隔序列数量可以推断,L.sakei的IIC型更活跃,可以更好地抵抗外来基因的插入。但是,在L.sakei基因组中很少检测到II-C型CRISPR/Cas系统。CRISPR/Cas结构可用于基因工程,其巨大潜力已被证实,特别是Cas9核酸酶。Cas蛋白是一种可编程的核酸酶,用于医学、研究和生物技术等各个领域。鉴于这些发展,L.sakei的Cas核酸酶的潜在应用值得进一步研究。
4 结论
本研究分离的7株L.sakei菌株与NCBI数据库的98株进行比较基因组学分析,发现L.sakei具有封闭的泛基因组,这有助于其在不同环境中的适应性。系统发育分析将105株L.sakei菌株分为三大遗传分支,其中发酵食品源菌株主要集中在分支二,而植物源菌株主要聚集在分支三。CAZys注释结果发现,不同分离源中糖苷水解酶GH65、GH32和GH91存在显著差异(P<0.05),表明该菌株对乳源环境和植物环境存在适应性进化。此外,31株菌株中发现了完整的CRISPR/Cas系统,这一系统主要通过获得性免疫,帮助菌株适应动物及发酵食品的环境。综上所述,这些结果为深入理解L.sakei的环境适应性和进化轨迹提供了重要依据。
[1] CHEN Y, LI N, ZHAO S X, et al.Integrated phenotypic-genotypic analysis of Latilactobacillus sakei from different niches[J].Foods, 2021, 10(8):1717.
[2] XIA Y X, JIN X, XIAO M F, et al.Latilactobacillus sakei CCFM1267 enhances fermentation and probiotic properties in fermented milk:A focus on metabolomics and physicochemical analysis[J].Food Bioscience, 2025, 65:106154.
[3] LI W C, WU Q, KWOK L Y, et al.Population and functional genomics of lactic acid bacteria, an important group of food microorganism:Current knowledge, challenges, and perspectives[J].Food Frontiers, 2024, 5(1):3-23.
[4] CHAILLOU S, CHAMPOMIER-VERG
S M C, CORNET M, et al.The complete genome sequence of the meat-borne lactic acid bacterium Lactobacillus sakei 23K[J].Nature Biotechnology, 2005, 23(12):1527-1533.
[5] NYQUIST O L, MCLEOD A, BREDE D A, et al.Comparative genomics of Lactobacillus sakei with emphasis on strains from meat[J].Molecular Genetics and Genomics, 2011, 285(4):297-311.
[6] GEER L Y, MARCHLER-BAUER A, GEER R C, et al.The NCBI BioSystems database[J].Nucleic Acids Research, 2010, 38(suppl_1):D492-D496.
[7] PARKS D H, IMELFORT M, SKENNERTON C T, et al.CheckM:Assessing the quality of microbial genomes recovered from isolates, single cells, and metagenomes[J].Genome Research, 2015, 25(7):1043-1055.
[8] LIU W J, LI W C, ZHENG H J, et al.Genomics divergence of Lactococcus lactis subsp.lactis isolated from naturally fermented dairy products[J].Food Research International, 2022, 155:111108.
[9] LUO R B, LIU B H, XIE Y L, et al.SOAPdenovo2:An empirically improved memory-efficient short-read de novo assembler[J].GigaScience, 2012, 1(1):18.
[10] LI R Q, LI Y R, KRISTIANSEN K, et al.SOAP:Short oligonucleotide alignment program[J].Bioinformatics, 2008, 24(5):713-714.
[11] JAIN C, RODRIGUEZ-R L M, PHILLIPPY A M, et al.High throughput ANI analysis of 90K prokaryotic genomes reveals clear species boundaries[J].Nature Communications, 2018, 9:5114.
[12] SEEMANN T.Prokka:Rapid prokaryotic genome annotation[J].Bioinformatics, 2014, 30(14):2068-2069.
[13] PAGE A J, CUMMINS C A, HUNT M, et al.Roary:Rapid large-scale prokaryote pan genome analysis[J].Bioinformatics, 2015, 31(22):3691-3693.
[14] GALPERIN M Y, WOLF Y I, MAKAROVA K S, et al.COG database update:Focus on microbial diversity, model organisms, and widespread pathogens[J].Nucleic Acids Research, 2021, 49(D1):D274-D281.
[15] DRULA E, GARRON M L, DOGAN S, et al.The carbohydrate-active enzyme database:Functions and literature[J].Nucleic Acids Research, 2022, 50(D1):D571-D577.
[16] RUSSEL J, PINILLA-REDONDO R, MAYO-MU
OZ D, et al.CRISPRCasTyper:Automated identification, annotation, and classification of CRISPR-cas loci[J].The CRISPR Journal, 2020, 3(6):462-469.
[17] ALTSCHUL S F, GISH W, MILLER W, et al.Basic local alignment search tool[J].Journal of Molecular Biology, 1990, 215(3):403-410.
[18] CHEN C J, CHEN H, ZHANG Y, et al.TBtools:An integrative toolkit developed for interactive analyses of big biological data[J].Molecular Plant, 2020, 13(8):1194-1202.
[19] ARAHAL D R.Whole-Genome Analyses[M].New Approaches to Prokaryotic Systematics.Amsterdam:Elsevier, 2014:103-122.
[20] YU L L, ZANG X J, CHEN Y, et al.Phenotype-genotype analysis of Latilactobacills curvatus from different niches:Carbohydrate metabolism, antibiotic resistance, bacteriocin, phage fragments and linkages with CRISPR-Cas systems[J].Food Research International, 2022, 160:111640.
[21] GRAEBIN N G, DA N SCHÖFFER J, DE ANDRADES D, et al.Immobilization of glycoside hydrolase families GH1, GH13, and GH70:State of the art and perspectives[J].Molecules, 2016, 21(8):1074.
[22] 刘文君, 吕瑞瑞, 李伟程, 等.基于比较基因组学揭示不同植物乳杆菌的遗传特征及菌株差异:以Lactobacillus plantarum P9和Lp-6研究为例[J].微生物学报, 2021, 61(8):2370-2381.
LIU W J, YU R R, LI W C, et al.Comparative genomics revealed genetic characteristics of different Lactobacillus plantarum strains:Using P9 and Lp-6 strains as examples[J].Acta Microbiologica Sinica, 2021, 61(8):2370-2381.
[23] TORRES-MIRANDA A, MELIS-ARCOS F, GARRIDO D.Characterization and identification of probiotic features in Lacticaseibacillus paracasei using a comparative genomic analysis approach[J].Probiotics and Antimicrobial Proteins, 2022, 14(6):1211-1224.
[24] TER
N L C, COEURET G, RAYA R, et al.Phylogenomic analysis of Lactobacillus curvatus reveals two lineages distinguished by genes for fermenting plant-derived carbohydrates[J].Genome Biology and Evolution, 2018, 10(6):1516-1525.
[25] 何苗, 赵雨晴, 李居行, 等.弯曲乳杆菌与清酒乳杆菌的比较基因组学分析[J].食品科学, 2024, 45(2):48-56.
HE M, ZHAO Y Q, LI J X, et al.Comparative genomic analysis of Latilactobacillus curvatus and L.sakei[J].Food Science, 2024, 45(2):48-56.
[26] LIU J W, SUN D, ZHU J R, et al.Carbohydrate-binding modules targeting branched polysaccharides:Overcoming side-chain recalcitrance in a non-catalytic approach[J].Bioresources and Bioprocessing, 2021, 8(1):28.
[27] SUN J Q, HANG G X, LV H M, et al.Genomic characteristics and phylogenetic relationships of Cutibacterium acnes breast milk isolates[J].BMC Microbiology, 2025, 25(1):2.
[28] YU L L, CHEN Y, DUAN H, et al.Latilactobacillus sakei:A candidate probiotic with a key role in food fermentations and health promotion[J].Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 2024, 64(4):978-995.
[29] LI X M, CHEN F, WANG X K, et al.Impacts of low temperature and ensiling period on the bacterial community of oat silage by SMRT[J].Microorganisms, 2021, 9(2):274.