山药(Dioscorea polystachya)作为薯蓣科(Dioscoreaceae)薯蓣属(Dioscorea)具有缠绕生长特性的药食同源草质藤本,在我国已有2 000余年种植与食用历史[1],其块茎富含蛋白质、淀粉、糖类等营养成分,营养价值较高[2]。此外,山药中含有的多糖、类黄酮和薯蓣皂苷元等活性成分[3]具有治疗动脉硬化、高血压、哮喘等功效[4-5]。维西糯山药(Dioscorea hemsleyi in Weixi),作为主产于云南省维西县及周边高海拔地区的特色山药种质资源,与常见的薯蓣(Dioscorea polystachya)同属不同种[6]。因其生长于海拔2 000～3 000 m的高原环境,形成了独特的品质特征,块茎肉质尤为细腻软糯,且富含多种营养成分与活性成分,基于其优异的食用品质与补脾养胃、补肺益肾的药用价值,维西糯山药已被农业农村部认定为“农作物十大优异种质资源”[7],相较于普通山药具备更突出的开发价值与高值化利用潜力。
目前,山药的研究主要集中于淀粉[3]、多糖[8]、多酚[9]等,而对山药蛋白质这一重要营养成分的研究则相对较少,且多局限于普通薯蓣品种。尽管维西糯山药作为云南特色资源备受关注,但针对其核心营养成分蛋白质的系统研究,特别是结构、功能特性及作为食品配料的潜力,迄今仍属空白。蛋白质在机体内具有构建新组织、调控物质代谢、供给必需氨基酸等多种生理功能,其营养价值取决于含量与结构特性,其中α-螺旋、β-折叠、β-转角和无规卷曲等二级结构是维持蛋白质生理活性的关键结构基础[10]。植物蛋白常见的提取方法包括碱溶酸沉法[11]、酶提取法[12]、有机溶剂提取法[13]、盐溶提取法[14]以及反胶束萃取法[15]等。不同植物来源的蛋白质在其结构与功能特性上存在明显差异,且其溶解度、乳化性和起泡性等理化性质和功能特性常常受到pH值的影响[16]。本研究以云南特色种质资源维西糯山药作为原料,采用碱溶酸沉法制备维西糯山药蛋白粉(Dioscorea hemsleyi in Weixi protein power, DHP),通过系统表征其理化性质、结构及功能特性,填补该特色资源蛋白研究的空白,为其在功能性食品的开发与应用提供坚实的理论依据与数据参考。
1 材料与方法
1.1 材料与试剂
维西糯山药:2024年3月采自云南省维西县的成熟期新鲜块茎,经去皮、切片,于45 ℃、10%湿度的热泵干燥机中烘干,粉碎后过60目筛得到维西糯山药粉。
ABTS、DPPH,上海源叶科技有限公司;PBS,天津市大茂化学试剂厂;NaOH、H2SO4、HCl,天津市风船化学试剂科技有限公司;以上试剂均为分析纯。
1.2 仪器与设备
k1100全自动凯氏定氮仪,海能未来科技集团股份有限公司;UV-2600紫外可见分光光度计,苏州岛津仪器有限公司;Biochrom 30+全自动氨基酸分析仪,英国柏楉有限公司;ZEISS Sigma 300扫描电子显微镜,德国卡尔蔡司股份公司;动态激光光散射仪、2414示差检测器,上海沃特世科技有限公司;Feyond-A300荧光光度计,杭州奥盛仪器有限公司;IS50傅里叶红外光谱仪,美国赛默飞世尔科技公司。
1.3 实验方法
1.3.1 维西糯山药蛋白质提取
碱溶酸沉法操作简便、成本较低,能有效提取山药中与多糖、淀粉等共存的蛋白质[17]。维西糯山药蛋白质的提取参照文献[18]的方法稍作修改,将维西糯山药粉与蒸馏水按1∶10(g∶L)混合,用1 mol/L NaOH将溶液pH值调节至9.0,在25 ℃水浴锅中保温3 h后于6 793×g离心10 min,收集上清液,沉淀部分按上述步骤重复提取1次,合并2次上清液。用1 mol/L 盐酸调节上清液pH值至5.7,6 793×g离心10 min,然后调节上清液pH值至4.5,并于6 793×g离心10 min,合并2次沉淀。所得沉淀以超纯水洗涤至中性,25 ℃磁力搅拌后,于3.5 kDa纤维素膜中透析后的蛋白质溶液经冷冻干燥,制得DHP,于4 ℃保存备用。
1.3.2 DHP的蛋白纯度及成分测定
1.3.2.1 蛋白纯度测定
采用全自动凯氏定氮仪测定,DHP中蛋白质的含量按GB 5009.5—2025《食品安全国家标准 食品中蛋白质的测定》的方法计算。
1.3.2.2 水分含量测定
参照GB 5009.3—2016《食品安全国家标准 食品中水分的测定》采用直接干燥法测定水分含量。
1.3.2.3 多糖含量测定
分别取1 mL不同质量浓度(0.005、0.015、0.025、0.035、0.045、0.055 μg/mL)的葡萄糖标准液,加入1 mL 5 g/mL苯酚和5 mL浓硫酸,静置10 min,30 ℃水浴20 min,于490 nm波长测定吸光度,并依据标准曲线计算DHP中的多糖含量。
1.3.2.4 脂肪测定
参照GB 5009.4—2016《食品安全国家标准 食品中灰分的测定》采用索氏抽提法测定脂肪含量。
1.3.3 氨基酸组成测定
按氨基酸含量称取50～200 mg DHP置于水解管,加入10 mL 6 mol/L HCl溶液,充氮30 s后密封。110 ℃油浴水解22～24 h,冷却至室温,经0.45 μm滤膜过滤后定容至50 mL。取2 mL溶液于45 ℃旋转蒸发浓缩至近干,加2 mL PBS充分溶解,经0.45 μm滤膜过滤后采用氨基酸分析仪进行分析。
1.3.4 扫描电子显微镜测定
将DHP均匀涂抹于粘有导电胶的样品台上,采用离子溅射仪真空喷金处理45 s,并在3 kV工作电压下,依次在100倍、500倍、3 000倍、5 000倍条件下观察DHP的微观形貌。
1.3.5 X-射线衍射图谱测定
测定条件设置为起始角2θ=5°,终止角2θ=60°,扫描速率10°/min,工作电压40 kV,电流30 mA。
1.3.6 分子质量测定
采用高效体积排阻色谱-多角激光光散射仪-示差折光检测器联用技术对DHP进行测定。精密称取5 mg DHP,溶解于1 mL的流动相溶液中,配制成5 mg/mL溶液,于12 000×g 离心10 min,吸取上清液,0.22 μm滤膜过滤后转置于进样小瓶中。流动相为0.2 mol/L NaCl溶液,色谱柱为BRT105-103-101串联凝胶柱(8 mm×300 mm,10 μm),流速0.7 mL/min;柱温40 ℃,进样量50 μL。
1.3.7 结构特性
1.3.7.1 紫外光谱测定
将DHP溶于0.1 mol/L PBS(pH=7.0)中,配制0.2 mg/mL溶液,在200～400 nm波长范围内使用紫外-可见分光光度计进行扫描。
1.3.7.2 内源发射荧光光谱测定
取1 mg/mL DHP的PBS溶液(0.1 mol/L,pH 7.6),经8 000×g离心5 min后,取上清液测定内源荧光发射光谱。参数设置为激发波长295 nm,发射扫描范围300～450 nm,狭缝宽度5 nm。
1.3.7.3 傅里叶变换红外光谱测定
按照1∶100(质量比)将DHP与KBr混合研磨,压制后,以KBr作为背景,用红外光谱仪在4 000～400 cm-1波段进行扫描分。采集酰胺Ⅰ带和Ⅲ带光谱数据,通过PeakFit v4.12软件分析蛋白质二级结构。
1.3.8 功能特性测定
1.3.8.1 溶解度测定
精密称取0.5 g DHP溶于10 mL不同pH(2.0、4.0、6.0、8.0、10.0、12.0)的PBS中,室温搅拌30 min后于6 793×g离心20 min,收集上清液。采用全自动凯氏定氮仪测定DHP和上清液蛋白含量,氮溶解指数(nitrogen soluble index,NSI)按公式(1)计算。
(1)
式中:m0,上清液中蛋白质质量,g;m1,DHP中蛋白质质量,g。
1.3.8.2 持水性和持油性测定
将0.5 g DHP与10 mL去离子水混合,涡旋振荡5 min,室温静置1 h后,于6 793×g离心10 min;弃去上清液,称量并计算DHP的质量增加量,按公式(2)计算DHP的持水性(water holding capacity,WHC,g/g);将0.5 g DHP与10 mL大豆油混合,涡旋振荡5 min,室温静置1 h后,于6 793×g离心10 min,弃去上清液,称量并计算DHP的质量增加量,按公式(3)计算DHP的持油性(oil holding capacity,OAC)。
(2)
(3)
式中:W0,蛋白质质量,g;W1,离心管和蛋白DHP的质量,g;W2,吸收水后离心管和沉淀蛋白的质量,g;O0,蛋白质质量,g;O1,离心管和蛋白DHP的质量,g;O2,吸收油后离心管和沉淀蛋白的质量,g。
1.3.8.3 乳化性和乳化稳定性测定
分别使用pH值为2.0、4.0、6.0、8.0、10.0和12.0的PBS配制蛋白质溶液(0.1 g/mL)。取各pH条件下的蛋白溶液50 μL,加入5 mL 0.1%(体积分数)的十二烷基硫酸钠溶液混匀,于500 nm波长处测定吸光度,静置10 min后再次测定。乳化性(emulsification activity index,EAI)按公式(4)计算,乳化稳定性(emulsion stability index,ESI)按公式(5)计算。
(4)
(5)
式中:A0,初始吸光度;A1,静置10 min的吸光度;D,稀释倍数,100;C,蛋白质浓度,0.1 g/mL;φ,油相体积分数,25%。
1.3.8.4 起泡性和起泡稳定性测定
将5 mL 0.01 g/mL的DHP蛋白质溶液转移到50 mL刻度离心管中,采用高速数显分散均质机在室温下以8 000×g均质1 min后静置30 min。分别测定静置0 min和30 min蛋白质溶液的泡沫体积。起泡性(foaming capacity,FC)按公式(6)计算,起泡稳定性(foaming stability,FS)按公式(7)计算。
(6)
(7)
式中:V,均质前DHP蛋白质溶液体积,5 mL;V0,均质后0 min时泡沫体积,mL;V30,均质后30 min时泡沫体积,mL。
1.3.9 体外抗氧化活性测定
1.3.9.1 DPPH自由基清除率测定
取100 μL不同质量浓度DHP(0.5、1.0、1.5、2.0、2.5 mg/mL)或100 μL不同质量浓度维生素C溶液(0.002、0.004、0.006、0.008、0.01 mg/mL),分别加入100 μL DPPH-乙醇溶液,37 ℃避光反应30 min后于波长517 nm测定吸光度。DPPH自由基清除率按公式(8)计算。
DPPH自由基清除率
(8)
式中:A0,空白组吸光度;A1,加待测样品的试验组吸光度;A2,不加样品的对照组吸光度。
1.3.9.2 ABTS阳离子自由基清除率测定
取150 μL不同质量浓度DHP(0.5、1.0、1.5、2.0、2.5 mg/mL)或150 μL不同质量浓度维生素C溶液(0.002、0.004、0.006、0.008、0.01 mg/mL),分别与150 μL ABTS阳离子自由基工作液混合,避光反应5 min后测定吸光度。ABTS阳离子自由基清除率按公式(9)计算。
ABTS阳离子自由基清除率
(9)
式中:A0,空白组吸光度;A1,加待测样品的试验组吸光度;A2,不加样品的对照组吸光度。
1.3.9.3 铁离子还原能力测定
取250 μL不同质量浓度DHP(0.5、1.0、1.5、2.0和2.5 mg/mL)或250 μL不同质量浓度维生素C溶液(0.002、0.004、0.006、0.008、0.01 mg/mL),依次加入500 μL PBS和250 μL铁氰化钾溶液,50 ℃孵育20 min。加入500 μL三氯乙酸溶液终止反应,离心后取500 μL上清液,与1 000 μL蒸馏水和200 μL FeCl3溶液混匀,静置10 min后于波长700 nm测吸光度。
1.4 数据处理
所有样品进行3次平行试验,结果以“平均值±标准偏差”表示。数据差异性分析采用SPSS 17.0软件进行独立样本t检验,P<0.05表示差异显著。
2 结果与分析
2.1 DHP的蛋白纯度及成分含量
DHP的蛋白纯度达到(60.86±0.35) g/100 g,水分含量为(12.05±0.86) g/100 g,多糖含量为(11.67±0.72)%,脂肪含量较低,仅有(1.72±0.22) g/100 g。可见,DHP具有高蛋白、高多糖、低脂肪的特点,具有较高的营养保健价值。
2.2 氨基酸组成
DHP在440 nm和570 nm波长下共检测到17种氨基酸,氨基酸图谱及组成如图1和表1所示。DHP中氨基酸含量丰富,其中谷氨酸和天冬氨酸的含量最高,分别达到71.574 mg/g和58.986 mg/g,疏水氨基酸中的亮氨酸(38.683 mg/g)与碱性氨基酸中的精氨酸(34.085 mg/g)也较为丰富。研究发现谷氨酸能够激活免疫系统及中枢神经系统功能,精氨酸在心血管疾病治疗方面具有重要意义[19]。此外,DHP中谷氨酸、天冬氨酸、苯丙氨酸和丙氨酸4种呈味氨基酸含量共计为184.886 mg/g,赋予了DHP独特口感。
a-440 nm;b-570 nm
图1 氨基酸组成
Fig.1 Amino acid composition
表1 DHP的氨基酸组成
Table 1 Amino acid composition of DHP
续表1
类别氨基酸名称保留时间/min峰面积/(mV·s)含量/(mg/g)碱性氨基酸精氨酸44.9292 607.23434.085赖氨酸37.42 715.85529.015组氨酸34.8041 143.13412.427其他胱氨酸22.111355.725.469
2.3 微观结构
如图2所示,蛋白质网络整体排列较为规整,但孔径分布不均,结构存在不连续性,部分区域呈现薄片状或丝状形态。ZHANG等[20]研究发现碱处理能够诱导棉籽蛋白分离物表面形成孔隙,会影响蛋白胶质层状结构的形成。此外,DHP中还存在丝带状结构,呈不规则纤维丝状堆积,与SUI等[21]的研究结果一致,这些特征可能与DHP中所含多糖有关。
a-100×;b-500×;c-3 000×;d-5 000×
图2 DHP扫描电子显微镜图
Fig.2 Scanning electron microscope image of DHP
2.4 X-射线衍射
a-X-射线衍射;b-分子质量
图3 DHP结构表征
Fig.3 Structural characterization of DHP
X-射线衍射可用于表征蛋白质分子排列的有序程度,其中非晶态结构通常表现出弥散型的衍射峰[22]。如图3-a所示,DHP的X-射线衍射图谱整体呈现弥散的特征,在2θ=22°附近存在一个强度较高的弥散衍射峰,而在10°附近则出现一个相对较弱的衍射峰,表明DHP属于非晶型结构。此外,张娜等[23]研究发现碱处理能够显著破坏大豆蛋白的结晶区域,随着碱浓度增大,蛋白的结晶衍射峰逐渐减弱最终消失。可见DHP在X-射线衍射中呈现弥散峰及非晶态结构,可能与其在制备过程中所经历的碱溶处理相关,该处理可能破坏了蛋白质原有的有序结构。
2.5 分子质量
DHP在示差折光与多角度激光光散射检测器中的色谱图表现出显著差异(图3-b)。示差信号(differential refractive index,dRI)仅与样品浓度相关,因而DHP中呈现单一的色谱峰;而激光信号(light scattering,LS)的强弱同时受样品浓度和相对分子质量影响,因此显示出多个峰。重均分子质量(Mw)影响蛋白团聚体的结构功能,DHP的Mw为5.871×105 g/mol,高于山药(Dioscorea opposita Thunb)蛋白[24],这一较高的分子质量特征可能源于DHP中蛋白质与多糖形成的糖蛋白[25]。
2.6 结构特性
2.6.1 紫外光谱
如图4-a所示,DHP的蛋白特征峰出现在274.2 nm,接近280 nm,归因于一级结构中芳香族氨基酸的贡献[26]。此外,苯丙氨酸、酪氨酸和色氨酸分别在257、275 nm和279 nm处显峰[27],DHP在250～300 nm紫外区能观察到清晰的吸收峰,这可能与其含有的芳香侧链显色基团有关。
2.6.2 内源性发射荧光光谱
蛋白质分子结构的改变可以通过荧光强度的变化反映,其中发色基团极性的变化是导致内源荧光光谱变化的关键因素。色氨酸因其高荧光灵敏度,常被用作探测微环境变化的关键探针[28]。如图4-b所示,DHP在色氨酸残基最大吸收波长294 nm激发下,荧光发射峰位于306.8～340.0 nm,发射位置发生红移,疏水作用减弱[29]。
2.6.3 傅里叶变换红外光谱
N—H伸缩振动导致酰胺A带吸收峰位于3 450～3 400 cm-1,形成氢键会造成N—H基团向低波数移动100 cm-1[30],DHP的酰胺A带吸收峰位于3 290 cm-1附近(图4-c),推测DHP中的N—H参与氢键形成。DHP在酰胺B带(3 100～3 080 cm-1)吸收峰位于2 930 cm-1附近,这可能是由于—CH2—等基团中C—H键不对称伸缩振动所致[31]。
DHP中蛋白质的酰胺Ⅰ、Ⅱ和Ⅲ带与其高级结构密切相关。其中,酰胺Ⅰ带(1 700～1 600 cm-1)吸收峰的形成主要源于酰胺键结构中C
O伸缩振动,其峰位约在1 650 cm-1;酰胺Ⅱ带(1 600～1 500 cm-1)的吸收峰位于1 540 cm-1附近,其形成原因可能是由于N—H面内弯曲振动与C—N伸缩振动耦合。酰胺Ⅲ带(1 400～1 200 cm-1)中三股螺旋结构的特征峰出现在约1 240 cm-1,推测其吸收峰的位置受C—N伸缩振动影响[32]。
酰胺I带(1 700～1 600 cm-1)的红外吸收特征可用于表征蛋白质的二级结构组成[33],酰胺Ⅲ带可进一步区分α-螺旋和无规卷曲,作为酰胺I带的有效补充[34]。由表2可知,酰胺I带中α-螺旋含量达95.54%,β-折叠和无规卷曲分别仅占0.98%与1.57%,未检出β-转角;酰胺Ⅲ带同样表明α-螺旋为主要结构(52.41%),其余组分含量较低。可见DHP以α-螺旋为主,推测制备过程对DHP蛋白质高级结构破坏较小。DHP在酰胺I带中α-螺旋含量显著高于常见植物蛋白分离物(如大豆、豌豆蛋白等),这可能由于维西糯山药独特的品种遗传背景及高海拔生长环境。此外,过于紧密的α-螺旋结构影响蛋白质的刚性,α-螺旋含量适度降低,蛋白质分子会变得更灵活、更具柔性,有利于提升蛋白的乳化性和稳定性[35],因此,选择适宜的制备方法对调控DHP的刚性结构、改善其功能特性、提升其利用价值具有重要意义。
a-紫外可见光谱;b-内源性发射荧光光谱;c-傅里叶变换红外光谱
图4 DHP的结构特性图谱
Fig.4 Structural characteristic map of DHP
表2 DHP的酰胺带二级结构含量
Table 2 Content of secondary structure of DHP amide
二级结构酰胺Ⅰ带/%酰胺Ⅲ带/%α-螺旋95.5452.41β-折叠0.985.33β-转角—14.94无规则卷曲1.575.99
2.7 功能特性
2.7.1 溶解度
由图5-a可知,DHP溶解度在pH值为2～4区间迅速降低,随后随着pH升高而逐渐增加,并在pH=12时达到峰值,为(45.24±5.21)%。酸碱处理对蛋白质二、三级构象的改变引起溶解度的变化[36],研究发现分子净电荷增加产生静电排斥作用使蛋白质溶解度在等电点附近最低,在偏离等电点的酸性与碱性区域升高,DHP在不同pH值条件下的溶解特性与羽扇豆分离蛋白溶液相似[37]。研究表明蛋白质溶解度下降主要源于其聚集体的形成[38],因此,DHP的高分子质量特征可能由于pH=4时促进蛋白质聚集,从而导致溶解度较低。
2.7.2 持水性和持油性
持水性和持油性是评价蛋白质功能性质的重要指标,直接影响产品品质。由图5-b可知,DHP的持水性与持油性分别为7.22 g/g与8.24 g/g。DHP的持水性与持油性均显著高于鹰嘴豆、豌豆和大豆豆粉[39]。刘晋琦等[40]发现蛋白聚集形成网络结构可以容纳水分子等物质,网络结构聚集的水分子越多,产品品质越好。扫描电镜图像(图2)显示DHP呈多孔网络结构,这可能为水分和油脂的吸附与截留提供了充分的界面与空间,使其在改善食品质构、稳定性和感官品质等方面具备潜在应用价值。
2.7.3 乳化性和乳化稳定性
乳化性是指蛋白质促使油与水形成乳浊液的能力,而乳化稳定性是保持乳浊液状态的性能,二者均受pH值的影响[41]。如图5-c所示,DHP在pH=12时乳化性高达(4.17±0.37) m2/g,而乳化稳定性仅为(57.15±2.33)%,蛋白质的乳化性受溶解度的影响,高溶解度利于分子向界面扩散并参与乳化[42]。在强碱性条件下,DHP溶解度显著提高,乳化性亦增强;然而,过度伸展的蛋白质结构会削弱界面成膜能力,导致乳化稳定性下降,DHP在不同pH的乳化性可能受溶解度与结构变化共同影响。WANG等[43]研究了在90 ℃处理大豆蛋白后形成高分子质量聚集体,其乳化稳定性得到提升,由此推测,DHP所具有的高分子质量可能有利于增强其乳化稳定性。此外,适度的非晶型结构使蛋白质具有更高的构象灵活性与界面适应性,提升乳化性能[42]。DHP的乳化性和乳化稳定性可能还与其分子内部非晶区的分布密切相关。高分子质量复合物主要通过空间位阻机制发挥作用。
2.7.4 起泡性和起泡稳定性
蛋白质的起泡性是蛋白溶液在搅拌过程中蛋白质通过在空气与水界面处的重排和吸附形成泡沫的能力;起泡稳定性是蛋白在重力作用下保持泡沫的能力。如图5-d所示,在等电点两侧,DHP起泡性均呈现出增长的趋势。pH值为8、10和12时的起泡性分别为(223.33±20.82)%、(236.67±15.28)%和(260.00±10.00)%,高pH环境下,蛋白质折叠结构打开,内部疏水基团暴露,蛋白质结构柔性增强,其在空气与水界面的吸附效率提高,起泡能力得到提升[44],导致DHP起泡性增强。不同pH条件下,DHP起泡稳定性与起泡性的变化趋势相似,较高pH条件使蛋白质在空气与水界面形成黏弹性膜,泡沫表面膜黏度增加有利于提高蛋白质的泡沫稳定性[45],因此DHP在高于等电点时起泡稳定性增强。此外,高分子质量蛋白复合物能增强气-液界面膜的机械强度与黏弹性,从而有效延长泡沫寿命[46],因此,DHP的高分子质量特征对其泡沫稳定性具有积极影响。
a-溶解度;b-持水性和持油性;c-乳化性;d-起泡性和起泡稳定性
图5 DHP的功能特性分析
Fig.5 Analysis of the functional characteristics of DHP
2.8 抗氧化能力
由图6可知,DHP对DPPH自由基、ABTS阳离子自由基的清除率和对铁离子的还原能力随着其质量浓度的增加均逐渐升高。在质量浓度为2.5 mg/mL时,DHP对DPPH自由基的清除率为84.934%(图6-a),对ABTS阳离子自由基的清除率为72.650%(图6-b),对铁离子还原能力的吸光度为0.161(图6-c),此外,DPPH、ABTS阳离子自由基的清除率的IC50值分别为1.066、1.251 mg/mL,均高于维生素C(图6-d),说明DHP具有较好的自由基清除能力和一定的铁离子还原能力,但均低于维生素C。
3 结论与讨论
本研究系统分析了DHP的理化性质、结构特征、功能特性及体外抗氧化性。结果显示DHP中蛋白纯度达到(60.86±0.35) g/100 g,富含17种氨基酸,蛋白质结构呈现多孔网络状;DHP中蛋白质为高度无序的非晶态结构,其二级结构以α-螺旋为主,酰胺Ⅰ带含量达95.54%;DHP的溶解度、乳化性和乳化稳定性、起泡性和起泡稳定性等特性均受到pH变化的影响。此外,DHP的持水性和持油性分别为7.22、8.24 g/g,在改善食品品质方面具备良好的应用潜力,同时DHP还表现出一定的抗氧化能力。本研究为维西糯山药在食品工业中的开发及应用提供了理论依据与数据支撑,对提升地方特色农产品附加值具有重要意义。
a-DPPH自由基清除能力;b-ABTS阳离子自由基清除能力;c-IC50值;d-铁离子还原能力
图6 DHP的体外抗氧化能力
Fig.6 In vitro antioxidant capacity of DHP
注:***表示P<0.001。
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