炎症类疾病引发了全球范围对健康的关注,其影响覆盖全球数百万人。这些疾病,包括炎症性肠病(inflammatory bowel disease,IBD)、类风湿性关节炎、骨关节炎、痛风和糖尿病,给患者和医疗保健系统带来了重大负担。遗传变量、环境刺激和失调免疫反应之间错综复杂的相互作用强调了这些不同疾病的复杂生物学基础[1]。炎症是对有害刺激(如病原体、受损细胞或刺激物)的复杂生物学反应,并作为涉及免疫细胞、血管和分子介质的保护机制[2]。炎性细胞因子的相关增加(例如,IL-1和TNF-α)和抗炎细胞因子(例如,IL-10)可促进肠黏膜的持续炎症。对炎性小体作用的深入了解突出了IBD发病机制中自身炎症和自身免疫机制的发生,其中细菌抗原和肠细胞降解衍生抗原的持续免疫刺激导致适应性免疫应答及抗体和自身抗体的产生,这是这些疾病中的常见现象[3]。虽然急性炎症是机体防御系统的关键组成部分,但慢性炎症可导致多种疾病,包括心血管疾病、糖尿病、癌症和神经退行性疾病[4]。在阿尔茨海默氏病和帕金森氏病等疾病中,炎症与大脑老化的有害后果有关。
炎症小体是天然免疫应答的多蛋白复合物,在caspase-1活化和炎症细胞因子白介素IL-1 β和IL-18的处理中涉及。炎性小体介导的垂体下垂机制有助于衰老脑中的细胞死亡[5]。其中,全身炎症反应综合征是一种身体在暴露于严重感染、创伤、烧伤、缺氧、再灌注损伤或其他感染性和非感染性刺激时,导致炎性细胞过度活化和大量炎性介质释放,从而导致全身炎症反应不受控制的级联反应的病症。严重者可导致多器官功能障碍综合征。全身炎症可加重肝性脑病,在所有肝硬化病例中,抗炎细胞因子(例如,IL-4)被认为是一种生理平衡机制[6]。全身炎症是约20%～40%的结直肠癌患者术前预后不良的标志物。全身性炎症的特征包括促炎细胞因子和急性期蛋白质进入循环的产生增加[7]。全身炎症可影响认知功能,增加痴呆风险。这种现象被认为部分是由促进神经元存活的细胞因子介导的,但长时间暴露可能导致神经变性[8]。寻找有效的抗炎剂一直是生物医学研究的一个重要焦点,特别关注能够调节炎症途径而没有合成药物相关副作用的天然化合物。
目前一个有前途的研究领域为生物活性肽,它是通过酶解蛋白质得到的水解物。生物活性肽是短序列的氨基酸,可以发挥各种生理作用,包括抗氧化、抗菌、抗高血压和抗炎活性[9]。这些肽通常被加密在母体蛋白中,并可通过酶消化、发酵或食品加工释放。在生物活性肽的各种来源中,动物组织,特别是来自牲畜的动物组织,由于其高蛋白质含量和肉类工业副产品的潜在价值而受到关注[10]。
脂多糖(lipopolysaccharide,LPS)是一种广泛使用的激活免疫细胞的刺激剂,也是最常用的诱导炎症的药物之一。LPS是革兰氏阴性菌外膜的主要成分,由脂质A、核心寡糖和O-抗原三个主要区域组成[11]。LPS处理可诱导TNF和IL-1β等促炎物质的产生。当LPS被巨噬细胞表面的Toll样受体4(Toll like receptor ,TLR 4)识别时,它触发炎性反应,并与炎性细胞因子密切相关[12]。
肽是具有多种生物学功能的物质,大多数生物活性肽由2～20个氨基酸组成[13],由于其分子量小,使其易于吸收。已有研究证实,食源性肽具有一定的抗炎作用[14]。例如,从热带海葵中得到的肽APHC 1和APHC 3具有止痛性质,并且还具有抗炎作用[15]。通过酶水解黑牛肝菌获得的植物来源的肽富含各种氨基酸,并且在分离和纯化之后,已经证明其具有强的抗氧化活性[16]。除了植物来源的肽,畜牧业的副产品也含有高蛋白质含量。例如,捕鱼业的副产品,如鱼头、皮和骨,含有丰富的蛋白质和其他营养物质[17]。通过在最佳酶解条件下的水解,可以获得高产量的蛋白质水解物[18]。本研究使用猪胰腺作为原材料,采用酶水解以获得更有效的产品。木瓜蛋白酶是一种来源于番木瓜的半胱氨酸蛋白酶,具有广泛的特异性和应用[19]。例如,用木瓜蛋白酶处理鱿鱼可降低其硬度和剪切力,使肉变嫩,同时增加氨基酸含量以增强风味[20]。此外,酶水解可降低虾的过敏性[21]。
猪胰肽的潜在抗炎作用可以使用各种体外和体内模型进行评估。体外研究可涉及使用细胞系如RAW264.7巨噬细胞或THP-1单核细胞,其可用LPS或其它炎性试剂刺激以诱导炎症反应[22]。肽对细胞因子产生的影响可以使用诸如酶联免疫吸附试验和免疫荧光的技术来评估炎症动物模型,如葡聚糖硫酸钠诱导的结肠炎,以评估肽在整个生物体背景下的抗炎作用[23]。
总之,酶法水解猪胰蛋白是一种很有前途的方法,用于产生具有潜在抗炎特性的生物活性肽,这些肽可以通过多种机制来调节炎症途径并减少促炎细胞因子的产生。本研究进一步研究并充分表征猪胰肽的抗炎作用,探索其潜在的治疗应用。猪胰腺作为生物活性肽的来源不仅为肉类副产品的利用提供了可持续的解决方案,而且有助于开发具有潜在健康益处的天然抗炎剂。
1 材料与方法
1.1 材料与试剂
胰脏酶解物,天津核生科技生物工程有限公司提供;醋酸氢化可的松片,天津信谊津津药业有限公司;LPS,索莱宝有限公司;大鼠血常规、C-反应蛋白、超敏C反应蛋白、IgA、IgG、TNF-α、IL-6、IL-1β酶联免疫分析试剂盒,绿叶生物有限公司,质量分数为4%的多聚甲醛通用型组织固定液,上海酶联生物科技有限公司。
1.2 仪器与设备
Centrifuge 5427R高速冷冻离心机,德国Eppendorf公司;ExplorerTM EX124分析天平,奥豪斯仪器有限公司;Leica CM1860/CM1860UV病理切片机,德国徕卡公司;SpectraMax i3x酶标仪,美谷分子仪器(上海)有限公司;DMTV-200S漩涡振荡器,德斯森公司;SZX16生物显微镜,日本奥林巴斯公司。
1.3 实验方法
1.3.1 猪胰脏蛋白酶解物的制备
在猪被开膛后,在胃的背面(即靠近脊柱的一面),有一条长条状、不规则分叶的肉色组织,即为胰脏。它通常被一层薄薄的脂肪和腹膜所覆盖。取一定量的猪胰脏原料解冻,洗净去除杂质,研磨成均匀糊状物(10 kg)。取1 kg猪胰脏,洗净绞碎成糊状物,放入温度36 ℃左右的恒温培养箱内约12 h制作酶解物。将研磨成均匀糊状物的猪胰脏加入到加温罐内搅拌并逐渐升温至100 ℃,升温过程控制在3 h左右,在100 ℃时维持30 min。将100 ℃的料液倒入到另一个罐内并迅速降温到48 ℃,搅拌并加入酶解物及一定量蛋白酶、MgCl2、NaOH,恒温4 h进行酶解(木瓜蛋白酶的添加量与酶解物的质量比为1∶1 000,所述柠檬酸在固液分离后的滤液中的质量浓度为13.5 g/L,所述NaOH在固液分离后的滤液中的质量浓度为13.5 g/L)。将上述酶解液在温度80～100 ℃的条件下进行热变性,使酶灭活,然后进行过滤。将上述酶解液采用阳离子交换树脂处理,在搅拌条件下向酶解液中加入H+型阳离子交换树脂,直到液体pH值达到2.5～3.5,过滤并去掉树脂,之后将酶解液pH值调至6.0。将料液倒入到加温罐内开启搅拌并逐渐升温至75 ℃,停止搅拌,逐渐升温至100 ℃,恒温2 h,捞取料液中全部杂物,将捞取杂物的料液过80目筛备用。之后将料液进行喷雾干燥得到提取物。
1.3.2 猪胰脏酶解物内含物检测
首先对猪胰脏的营养成分进行检测,之后对木瓜蛋白酶酶解后的猪胰脏酶解物进行了总蛋白、水分、脂肪、肽含量的测定。
1.3.3 大鼠LPS注射预实验
为了选出适合的脂多糖作用量,选取6只大鼠,分为3组,置于22～24 ℃环境中适应性饲养1周,将LPS溶于纯净水中制得2、5、20 mg/kg的LPS溶液之后对大鼠进行腹腔注射,诱导炎症反应,2只注射2 mg/kg,2只注射5 mg/kg,2只注射20 mg/kg。造模后测量两次体温,之后喂养5 d,每天称重2次,第6天处死。测量IL-6质量浓度(图1)。
图1 LPS模型预实验后炎症因子IL-6质量浓度的测定
Fig.1 Measurement of inflammatory factor IL-6 after LPS modeling pre-experiment
1.3.4 动物分组及LPS感染模型建立
实验动物和动物实验下列动物使用方案已由动物伦理和福利委员会审查和批准,特此证明。批准号:YSY-DWLL-2024553。将85只体重为(200±20) g的健康雄性Wistar大鼠饲养在室温(22±2) ℃的实验室中。适应性饲养1周后,排除不符合体重标准的大鼠。将合格大鼠分为空白对照组、模型组、阳性药物组、低剂量保护组、中剂量保护组、高剂量保护组、低剂量治疗组、中剂量治疗组、高剂量治疗组。
健康大鼠适应性饲养1周后,测量大鼠肛温1次,随机选取30只体温正常的大鼠,分为低、中、高剂量保护组,每组10只,除正常饮食外,提前服用胰脏酶解物1周,每天灌胃2次。其余55只大鼠继续正常饲养1周。每日测量所有大鼠肛温、体重1次,尽量保证同一时间和地点测量。将体温波动(ΔT>1.0 ℃)及单次体温高于38.0 ℃的大鼠剔除。
剩余55只中,筛选出温度合格大鼠48只,随机分6组,每组8只,即正常对照组、模型对照组、阳性对照组、低、中、高剂量治疗组。动物模型实验开始前,大鼠自由进食及饮水,实验当天注射LPS前每隔1 h测量大鼠直肠温度1次,测量3次,取平均值作为大鼠基础体温。实验中除空白对照组外各组按5 mg/kg腹腔注射LPS,给药后每1 h测量大鼠体温,测量3次并观察大鼠一般状况。
保护组大鼠于造模结束后第2天处死。治疗组造模0.5小时给予1次灌胃,第2、3、4、5、6、7天再分别给予每日2次灌胃。阳性对照组造模成功后于0.5 h给予1次醋酸氢化可的松药液灌胃,第2、3、4、5、6、7天每天1次醋酸氢化可的松药液灌胃。
测量并记录各组大鼠治疗后1、2、3、4、5、6、7 d同时间点的体温,第8天处死。以上各组动物处死前,均禁食24 h,不禁水,经腹主动脉采血,分离血浆后,置于-70 ℃冰箱冷冻保存,专人一次性进行指标检测。解剖小鼠剪取胃组织和部分十二指肠和结肠组织,结肠放入质量分数为4%的多聚甲醛固定液中固定,置于液氮中冷冻,最终放入-80 ℃冰箱保存以备后续试验。
1.3.5 胰脏酶解物干预治疗
正常人体每日摄入1.8 g,成人体重约为60 kg,因此,成人每天摄入量约为1.8 g/60 kg≈0.03 g/kg,但大鼠与人代谢速度存在差异,换算系数为6.3,因此大鼠每日摄入量应为0.03 g/kg×6.3=0.189 g/kg≈0.19 g/kg。以0.19 g/kg(大鼠体重)摄入量设为低剂量组,3倍设为中剂量组,5倍设为高剂量组来进行实验设计。设计每日对大鼠进行两次灌胃,因此,最终确定单次灌胃剂量为0.19 g/kg(低)、0.57 g/kg(中)、0.95 g/kg(高)。具体干预剂量如表1所示。
表1 药物干预剂量表
Table 1 Intervention timeline, dosage, and experimental procedures for the rats
分组干预方式空白对照组(N)生理盐水(体重)模型组(M)生理盐水(体重)阳性对照组(P)0.001 5 g/kg(体重)醋酸氢化可的松药液正常剂量保护组(P1)0.19 g/kg(体重)高剂量保护组(P2)0.57 g/kg(体重)超高剂量保护组(P3)0.95 g/kg(体重)正常剂量治疗组(T1)0.19 g/kg(体重)高剂量治疗组(T2)0.57 g/kg(体重)超高剂量治疗组(T3)0.95 g/kg(体重)
图2 大鼠的干预时间轴、剂量和实验程序
Fig.2 Intervention timeline, dosage, and experimental procedures for the rats
1.3.6 生化评估
首先,采集大鼠尾静脉血样,使用EDTA抗凝管收集全血样本。血常规检测采用全自动血液分析仪进行。大鼠取血后冷冻保存,取出后静置30 min,于4 ℃、3 000 r/min离心15 min 收集血清,检测血常规,使用TNF-α酶联免疫分析试剂盒和IL-6酶联免疫分析试剂盒检测hs-CRP、CRP、IgA、IgG、TNF-α、IL-6、IL-1β。
对于ELISA检测,将采集的血液样本在4 ℃条件下以3 000 r/min 离心10 min,分离血浆并分装保存于-80 ℃直至分析。实验采用商业化ELISA试剂盒,按照制造商提供的标准操作流程进行。简要步骤如下:将标准品和样本加入预包被特异性抗体的96孔板中,室温孵育2 h;洗涤后加入生物素标记的检测抗体,孵育1 h;再次洗涤后加入辣根过氧化物酶(HRP)标记的链霉亲和素,孵育30 min;最后加入TMB底物显色,使用2 mol/L H2SO4终止反应,并在450 nm波长下测定吸光度值。通过标准曲线计算目标蛋白(如炎症因子IL-6、TNF-α或组织特异性标志物)的质量浓度。所有样本均设置复孔,实验重复3次。
1.3.7 苏木精伊红(hematoxylin and eosin,H&E)染色
本研究采用H&E染色技术对大鼠组织样本进行组织学分析,以评估组织形态结构和纤维化程度。首先,将大鼠组织样本经40 g/L多聚甲醛固定,随后进行石蜡包埋并制备4～5 μm厚度的切片。对于H&E染色,切片经脱蜡、水化后,依次浸入苏木精染液染色5～10 min,盐酸酒精分化,伊红染液复染1～2 min,最后脱水、透明并封片。H&E染色结果可清晰显示细胞核(蓝色)和细胞质(粉红色)的形态特征,用于评估组织结构的完整性、炎症细胞浸润及细胞形态学改变。
1.4 数据处理
采用GraphPad Prism 8.0.1统计学软件进行数据分析和绘图,数据均以“平均值±标准差”表示,采用one-way ANOVA方法进行组间显著性分析,P<0.05表示差异显著有统计学意义。
2 结果与分析
2.1 猪胰脏酶解物营养成分分析
猪胰脏的营养成分报告在表中。结果表明,猪胰腺中蛋白质含量较高,本研究证实了猪胰作为动物副产品具有很高的生物学价值。通过酶水解获得的水解产物含量如表2所示。酶解后每100 g中肽含量为39.4 g,总氨基酸含量为52.4 g,其中天冬氨酸、谷氨酸、亮氨酸、赖氨酸含量较高,并且8种人体自身不可合成的必须氨基酸的含量较高,通过食用猪胰肽粉可以有效补充,并且脂肪含量较低。
表2 酶解猪胰的营养成分 单位:g/100 g
Table 2 Nutritional composition of enzyme-hydrolyzed pig pancreas
营养物质含量水分4.50总氮12.1脂肪0.4肽含量39.4氨基酸含量52.4
2.2 大鼠体重和体温的变化分析
在干预期间,每天口服给药前测量并记录体重和直肠温度。大鼠每天给药2次以获得保护作用,并在第7天进行建模。如图3-a所示,各组大鼠体重均呈现平稳增加的趋势,造模前体重平均在259 g左右,在造模后体重开始下降。说明LPS可减轻大鼠体重,说明造模成功。在保护组中,观察到P2组的体重最高,而P1组的体重最低,相差约10 g。图3-b中,各组大鼠肛温较为平稳,造模前平均肛温为36 ℃,在造模后体温开始升高。说明LPS可以升高大鼠肛温,说明造模成功。P1组的温度最高,P3组的温度最低,相差约0.7 ℃。
因此,0.5 mg/kg的LPS可引起大鼠体温升高,体重减小。与M组相比,P组体温均小于M组,体重均大于M组,具有一定治疗效果,但体温均大于N组,体重小于N组,与正常大鼠有一定区别。
a-保护组体重变化图;b-保护组体温变化图;c-治疗组体重变化图;d-治疗组体温变化图
图3 大鼠体重及体温图
Fig.3 Changes in body weight and body temperature of different groups
注:空白对照组(N)、模型组(M)、阳性对照组(PC)、正常剂量保护组(P1)、高剂量保护组(P2)、超高剂量保护组(P3)、正常剂量治疗组(T1)、高剂量治疗组(T2)、超高剂量治疗组(T3)(下同)。
干预期间,每天在灌胃前称量并记录大鼠体重,每日喂药2次进行治疗作用,结果如图3-c所示,在造模后除对照组外体重均降低,说明LPS可以升高大鼠肛温,说明造模成功。处死前体重最高的为T3组,最轻的为T2组,相差约9.2 g。图3-d中在造模后除对照组外体温均升高。经过一段时间治疗体温有所下降。处死前体温最高的为T1组,最低的为T3组,相差约0.81 ℃。
因此,0.5 mg/kg的脂多糖可引起大鼠体温升高,体重减小。与M组相比,T组体温均小于M组,体重均大于M组,具有一定治疗效果,但体温均大于N组,体重小于N组,与正常大鼠有一定区别。
2.3 血常规检测分析
本研究中通过血常规检测技术对大鼠的血液样本进行了系统性分析。如图4所示,发生炎症时白细胞总数会升高,超过参考值范围提示有炎症;中性粒细胞比例>60%,通常也认为存在炎症。
与M组相比,血常规中的中性粒子数均有所减少,其中P3组效果最为明显。
2.4 ELISA检测
如图5所示,大鼠血清和肠道中的炎症水平与多肽浓度呈现出了剂量依赖性,大鼠血清炎症因子中TNF-α、IL-1β质量浓度均随着大鼠服用剂量的增加而减少。对大鼠进行胰脏酶解物干预后发现,与M组对比可知,P组均差异显著,所以P组均有一定的保护效果,显著降低了LPS感染大鼠的炎症水平,其中P3组保护效果最好;T组中T2和T3组差异显著,有一定治疗效果,T1组无差异显著,治疗效果不明显。所以,通过炎症因子的检测表明,对于胰脏酶解物的抗炎特性,P组的保护效果相较于T组的治疗效果更佳。本研究表明,0.95 g/kg的胰脏酶解物服用对于抗炎效果表现最佳。
图4 中性粒细胞百分比图
Fig.4 Neutrophil percentage diagram
a-CRP测定结果图;b-hs-CRP测定结果图;c-IL-1β测定结果图;d-TNF-α测定结果图;e-IL-6测定结果图
图5 大鼠处死后血液中一系列炎症因子的测定
Fig.5 Series of inflammatory factors measured from blood collected after rat euthanasia
2.5 胰脏酶解物轻微改善大鼠结肠形态学特征
如图6所示,结肠中的杯状细胞能分泌保护肠道的黏液物质,H&E染色结果显示,经LPS造模后,小鼠肌层局部断裂脱落,固有层肠腺排列不规则,且扩张严重,肠黏膜上皮不完整。与N组相比,T组肠壁明显变薄,且伴随不同程度的脱落,固有层出现大量粒细胞浸润,炎症侵及黏膜下层。与M组相比,T1组结肠形态无明显变化,T2、T3组肠壁略厚。
图6 结肠组织H&E染色图
Fig.6 H&E staining plot of colon tissue
3 讨论与结论
本研究系统地评价了猪胰腺水解物在LPS诱导的大鼠炎症模型中的潜在抗炎作用和剂量依赖性反应。首先筛选了适宜的造模剂量,通过造模预实验,选择以5 mg/kg作为造模剂量。并对胰脏酶解物的营养成分进行检测,其中富含各类氨基酸,酶解后的多肽含量较高,为良好的抗炎效果起到保障作用。之后对大鼠进行了分组干预,干预过程中每日称重并测量体温,胰脏酶解物的保护作用优于治疗作用。之后取血测定血常规并进行酶联免疫吸附试验,结果表明,胰水解物在保护性和治疗性干预中均表现出显著的抗炎作用,其中高剂量组(0.95 g/kg)表现出最显著的作用。本文结合实验结果和目前的研究进展,对胰蛋白酶水解物的抗炎机制、量效关系及潜在应用进行了探讨。
自近一个世纪前胰岛素问世以来,已有80多种肽类药物进入市场,针对多种疾病,包括糖尿病、癌症、骨质疏松症、多发性硬化症、HIV感染和慢性疼痛[24]。目前已有许多关于多肽研究的报道,有研究表明重组肽HCGS 1.20(一种来自海葵的Kunitz型丝氨酸蛋白酶抑制剂)具有明显的抗炎作用。结果表明,该肽抑制由组胺诱导的小鼠骨髓来源的巨噬细胞中钙离子浓度的增加,并降低脂多糖刺激的巨噬细胞中的NO含量[25]。纳米药物被认为是治疗恶性肿瘤最有前景的药物,特别地,基于合成多肽的癌症纳米药物由于其优异的安全性、独特的分级结构和适于递送包括合成药物、肽、蛋白质和核酸在内的多种药物的可定制功能性而引起了关注[26]。就目前而言,口服给药被认为是最方便的药物递送方法,因为其对专业知识和侵入性的要求最低。虽然口服给药对小分子药物效果良好,但大分子药物,特别是蛋白质和肽类药物的口服给药受到胃中酸性条件和肠上皮细胞低渗透性的限制[27]。因此,酶将大分子化合物降解成更小的分子更有利于人体吸收。
本研究的酶联免疫吸附试验结果显示,胰脏水解物以剂量依赖性方式显著降低血清促炎因子(TNF-α、IL-1β 和IL-6)水平,这与近期关于生物活性肽抗炎作用的研究一致。例如,O’SULLIVAN等[28]使用了3种不同的蛋白酶:木瓜蛋白酶、胃蛋白酶和碱性蛋白酶水解牛肺组织以产生水解产物。用碱性蛋白酶水解物处理RAW264.7细胞显著降低了促炎性细胞因子IL-6和IL-1β的含量,且呈剂量依赖性。用该水解产物处理后,NO的产生也显著减少。木瓜蛋白酶酶解物降低了RAW264.7细胞中IL-6、IL-1β、NO的含量,降低了Jurkat T细胞中IL-2的含量。这表明酶水解产生的肽具有一定的抗炎作用。在压力不断增加,免疫力逐渐减弱的情况下,食用高肽含量的食物对人体健康和免疫系统的增强是有益的。
同时,本研究发现胰蛋白酶水解物的抗炎作用呈剂量依赖性。低剂量组(0.19 g/kg)在保护性和治疗性干预措施中显示出有限的效果,而中剂量(0.57 g/kg)和高剂量(0.95 g/kg)组显示出显著的保护性和治疗性效果。这与其他抗炎肽观察到的剂量-反应关系一致。然而,高剂量胰水解物的长期安全性需要进一步评估,以避免潜在的副作用。
P组在降低炎症因子水平和改善结肠形态方面优于T组。这可能是因为保护性干预在炎症发生之前调节免疫系统并增强肠屏障功能,从而减少LPS攻击时的炎症介质释放和组织损伤。相比之下,治疗干预在炎症已经发生后开始,可能限制其完全逆转组织损伤的能力。这些发现表明胰蛋白酶水解物可能在预防炎症性疾病,如炎症性肠病方面具有更大的潜力。本研究使用H&E染色直观地展示了结肠形态的改善,为胰蛋白酶水解物的临床应用提供了实验证据。
本研究仍存在一定局限性。首先,其仅关注胰腺水解物在急性炎症模型中的作用,而未评价其在慢性炎症模型中的功效。第二,胰水解物的具体活性成分及其作用机制尚不清楚。今后的研究应利用蛋白质组学和代谢组学的方法进一步阐明胰蛋白酶水解物的活性成分和作用靶点。此外,胰水解物的长期安全性和药代动力学需要进一步研究。
综上所述,胰蛋白酶水解物对LPS诱导的炎症模型具有明显的抗炎作用,且具有剂量依赖性。在降低炎症水平和改善组织形态学方面,保护性干预优于治疗性干预。这些结果为胰腺水解物的进一步开发和应用提供了重要的实验依据。今后的研究重点应放在其活性成分的鉴定、作用机制的阐明、长期安全性的评价等方面,以促进其在临床和功能性食品领域的应用。
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