亚麻籽油富含不饱和脂肪酸,其中α-亚麻酸(αlinolenic acid,ALA)占比可达53%[1],是ω-3 脂肪酸的重要来源。 研究表明,亚麻籽油在预防心血管疾病、抗炎及调节代谢综合症方面具有显著的生理活性[2]。 然而,在加工或贮藏过程中,ALA 极易在高温、氧气及金属离子等环境因素诱导下发生脂质氧化,并引发蛋白质共氧化,导致产品品质劣变,严重限制其在食品中的高效利用[3]。
利用乳液[4]、皮克林乳液[4]、微胶囊[5] 及脂质体[6]等多种递送载体构建保护屏障,已被证实是提升亚麻籽油稳定性的有效途径。 其中,乳液递送体系由于制备简单、成本低,已成为功能性脂质递送领域的研究热点[7]。 但现有技术多依赖吐温类和司盘类等外源性乳化剂,不仅会引发健康问题,也难以满足当前食品工业清洁标签、绿色安全的发展理念[8]。以亚麻籽全籽制备的亚麻籽乳液能够保留亚麻籽中的大部分营养物质。 然而,亚麻籽乳液作为一种水包油(O/W)乳液,稳定性较差,易发生聚集和乳析等不稳定现象[9],从而导致脂质氧化,严重影响产品的品质。 植物多酚因具有良好的抗氧化活性,已被广泛应用于乳液体系以延缓脂质氧化和脂质-蛋白共氧化,从而改善体系的品质[10]。
花色苷是一类具有生物活性的多酚化合物,具有抗氧化、抗炎和护眼等多种营养价值[11]。 黑果腺肋花楸(Aronia melanocarpa)的花色苷含量为1 480 mg/100 g FW,约为黑加仑的2.5 ～4.6 倍[12]。 黑果腺肋花楸花色苷(Aronia melanocarpa anthocyanins,AAN)除具有较强的自由基清除能力外,还可与乳液体系中的蛋白质和多糖等形成非共价相互作用[13],从而影响乳液体系的理化性质和氧化稳定性等。 Yi 等[14]的研究表明,黑米花色苷可降低脂质氢过氧化物和丙二醛的含量,同时提高乳液的总抗氧化能力。 然而,将AAN 用于亚麻籽乳液的构建与品质调控,尚未见系统研究,尤其是AAN 对乳液的氧化稳定性和风味轮廓及其功能化粉末的理化特性及消化特性的影响仍不明确,最优添加浓度亦未阐明。
因此,本研究以亚麻籽全籽和AAN 为基质,构建不同AAN 浓度调控的AAN-亚麻籽乳液,并经冷冻干燥制备功能化粉末。 通过加速氧化实验、快速气相电子鼻、顶空固相微萃取-气质联用仪和体外模拟胃肠消化等方法,评估不同AAN 质量浓度对亚麻籽乳液的氧化稳定性和风味品质及其粉末的理化特性和消化特性的影响。 研究结论有望为高稳定性亚麻籽功能食品的开发提供数据支持。
1 材料与方法
1.1 材料与试剂
黑果腺肋花楸花色苷粗提物(AAN, 36%),林宝莱生物科技有限公司;甘肃亚麻籽,江苏天目湖药业有限公司;乙腈、甲酸和仲辛醇(色谱纯),国药集团化学试剂有限公司;牛胆盐(60%)、胰脂肪酶(30 000 U/g)、胃蛋白酶(30 000 U/g)和胰蛋白酶(2 500 U/mg),上海源叶生物科技有限公司;矢车菊素-3-半乳糖苷标准品,上海阿拉丁生化科技股份有限公司。
1.2 仪器与设备
JM-L80F 胶体磨,上海诺尼轻工机械有限公司;QDSY08L 湿法超细精磨机,无锡轻大食品装备有限公司;SC-10 色差仪,深圳三恩时科技有限公司;Heracles Ⅱ快速气相色谱电子鼻,法国Alpha MOS 公司;2998 液相色谱仪,美国Waters 公司;Sorvall Lynx 4000 离心机,美国赛默飞公司;8890-5977B 气质联用仪,美国安捷伦公司。
1.3 实验方法
1.3.1 AAN-亚麻籽乳液及其功能化粉末的制备
采用多级研磨工艺制备AAN 调控的亚麻籽乳液。 首先,选取品质均一、物理性状良好的亚麻籽仁,置于150 ℃烤箱中烘烤30 min,冷却至室温后,按1∶5(g∶mL)的料液比加入去离子水,利用胶体磨循环研磨3 次。 随后,将不同质量浓度(0、0.5、1.0、1.5、2.0、2.5 mg/mL,以花色苷含量计)的AAN 溶液与亚麻籽粗乳液按体积比1∶1 充分混合,将混合体系置于超细精磨机中深度研磨,设置粗磨处理1 次(30 s),精磨处理3 次(每次20 s)。 最后,经200 目筛网过滤后得到AAN-亚麻籽乳液,一部分置于4 ℃冰箱备用,一部分经冷冻干燥得到功能化粉末。
1.3.2 花色苷含量的测定
使用高效液相色谱仪检测花色苷的含量。 使用Venuslil XBP Silica C18 反相柱(4. 6 mm ×250 mm,5 μm),流动相A 为0.1% 甲酸水,B 为100% 乙腈。梯度洗脱程序为：0 ～45 min,0 ～45%B;45 ～50 min,0%B。 进样体积为20 μL,洗脱流速为0.7 mL/min,柱温和样品温度均为25 ℃,监测波长为520 nm。 使用矢车菊素-3-半乳糖苷标准品进行定量。
1.3.3 氧化稳定性的测定
1.3.3.1 过氧化值
采用硫氰酸铁法测定脂质过氧化值(peroxide value, POV)。 准确称取0.05 g 样品,加入3 mL 异辛烷/异丙醇(3∶1,体积比),涡旋1 min。 取0.2 mL 上层有机相,加入2.8 mL 甲醇/正丁醇(2∶1,体积比)。随后,依次加入15 μL 氯化亚铁(20 mmol/L,溶于浓盐酸)和15 μL 硫氰酸铵溶液(3.94 mol/L),于室温下避光反应20 min,测定样品在510 nm 处的吸光度。POV 根据异丙苯氢过氧化物标准曲线进行计算,结果以每千克油脂中过氧化物的毫当量表示(meq/kg)。
1.3.3.2 硫代巴比妥酸反应物值
采用硫代巴比妥酸反应物(thiobarbituric acid reactive substances, TBARS)法测定脂质的次级氧化产物。 准确称取15 g 三氯乙酸和0.375 g 硫代巴比妥酸(thiobarbituric acid, TBA),溶于50 mL 超纯水中,加入2.1 mL 浓盐酸,后定容至100 mL,即TBA 试剂。取1 mL 样品与2 mL TBA 试剂混合,沸水浴加热15 min,冷却至室温,于8 228 g 下离心10 min,取上清液过0.45 μm 水系滤膜,测定样品在532 nm 处的吸光度。 TBARS 根据1,1,3,3-四乙氧基丙烷标准曲线进行计算,结果以每千克油脂中丙二醛(malondialdehyde,MDA)的毫克数表示(mg MDA/kg)。
1.3.4 快速气相电子鼻
采用快速气相电子鼻对样品的挥发性风味轮廓进行表征。 该系统由2 根极性不同的毛细管柱组成：非极性MXT-5 柱和中等极性MXT-1701 柱,每根色谱柱连接一个氢火焰离子化检测器。
称取5 g 样品置于20 mL 棕色顶空瓶,在50 ℃、500 r/min 下孵育20 min。 随后,吸取5 000 μL 气体注入气相色谱系统。 升温程序如下：初始温度50 ℃保持2 s,以1 ℃/s 升至80 ℃,随后以2 ℃/s 升至250 ℃并保持60 s。
使用AlphaSoft 软件进行数据采集与处理。 根据保留指数对挥发性化合物进行定性分析,并采用主成分分析(principal component analysis,PCA)以及线性判别分析(discriminant function analysis,DFA)实现不同样品间整体风味差异的可视化表征。
1.3.5 顶空固相微萃取-气质联用
准确称取5 g 样品置于20 mL 棕色顶空瓶中,加入10 μL 质量浓度为46 μg/mL 的仲辛醇作为内标,并放入磁力搅拌子后密封。 样品于50 ℃、250 r/min条件下孵育平衡20 min,随后将50/30 μm DVB/CAR/PDMS 萃取纤维头伸入顶空瓶中,于相同温度下吸附提取30 min。 随后,将纤维头插入GC 进样口,在250 ℃下热解析300 s。
气相色谱条件：使用DB-Wax 熔融石英毛细管柱(30 m ×0.25 mm ×0.25 μm)。 升温程序如下：初始温度40 ℃保持3 min,以6 ℃/min 升至100 ℃,随后以10 ℃/min 升至230 ℃并保持7 min。 进样口及检测器接口温度均设定为250 ℃。 载气为高纯氦气,流速为1.2 mL/min。
质谱条件：电子轰击(EI)源,电子能量70 eV;质量扫描范围(m/z)为33 ～500。
挥发性化合物的鉴定通过与NIST 谱库进行比对完成[15],使用内标法定量。
1.3.6 功能化粉末的理化特性的测定
1.3.6.1 色泽
使用色差仪测定样品的颜色值。 测试前用标准白板和黑板校准,采用L*(明亮度值)、a*(红绿度值)、b*(黄蓝度值)对样品色泽进行表征。
1.3.6.2 溶解性
准确称取0.5 g 样品溶解于40 mL 超纯水中,磁力搅拌20 min。 随后于3 214 × g 离心15 min,将5 mL 上清液从离心管转移到预先恒重的顶空瓶中,于105 ℃烘箱干燥直至恒重为止。 溶解度按公式(1)计算：
式中：m1,顶空瓶最终恒重的质量,g;m0,顶空瓶预先恒重的质量,g;m,样品的质量,g;8,换算系数。
1.3.6.3 包埋率
样品的包封率采用间接法测定,分为总花色苷含量(total anthocyanin content,TAC)与表面花色苷含量(surface anthocyanin content,SAC)的测定。 测定TAC时,准确称取0. 2 g 样品,加入5 mL 甲醇/乙酸/水(50∶8∶42,体积比),涡旋1 min 并超声20 min 提取花色苷,随后于12 857 × g 离心5 min 并收集上清液。测定SAC 时,准确称取0.2 g 样品,加入5 mL 无水乙醇,涡旋1 min,相同条件下离心并收集上清液。 包封率按公式(2)计算：
1.3.7 功能化粉末体外模拟胃肠消化特性的测定
1.3.7.1 消化方法
模拟胃液(simulated gastric fluid,SGF)和模拟小肠液(simulated intestinal fluid,SIF)的按INFOGEST(improving health properties of food by sharing our knowledge on the digestive process) 2.0 方案配制[16]。
胃消化阶段：将0. 2 g 样品与20 mL 含有2 000 U/mL 胃蛋白酶、0.15 mmol/L 氯化钙的SGF 混合。 在37 ℃,pH =3.0 下孵育120 min。 每隔30 min取样一次,样品置于4 ℃冰箱以终止酶反应并暂存,同时补加1 mL SGF。
肠消化阶段：胃消化完成后,加入20 mL 含有0.6 mmol/L 氯化钙、100 U/mL 胰蛋白酶和2 000 U/mL胰脂肪酶的SIF。 在37 ℃,pH =6.8 下孵育120 min。每隔30 min 取样一次,样品置于4 ℃冰箱以终止酶反应并暂存,同时补加1 mL SIF。
1.3.7.2 AAN 保留率
取0.5 mL 消化液,加入0.5 mL 酸化甲醇,超声提取AAN。 于12 857 ×g 离心30 min,取上清过0.45 μm有机滤膜,测定花色苷含量。 AAN 保留率按公式(3)计算：
式中：Ci,各个消化时间点的花色苷总含量,mg/mL;C0,花色苷的初始含量,mg/mL。
1.3.7.3 消化动力学
为从动力学层面阐明亚麻籽体系对AAN 的保护效应,本研究对其在SIF 阶段的降解过程进行拟合,拟合方程为公式(4)。 半衰期(t1/2)定义为AAN 质量浓度下降至初始一半所需的时间,按公式(5)计算：
式中：Ct,t 时刻小肠液中AAN 的质量浓度,mg/mL;C0,进入小肠阶段AAN 的初始质量浓度,mg/mL;k,降解速率常数,min-1;t,消化时间,min。
1.3.7.4 生物可及性
将肠消化终点样品于12 857 ×g 离心30 min,吸取中间层的胶束部分测定AAN 含量。 生物可及性按公式(6)计算：
1.3.7.5 游离脂肪酸释放率
SIF 阶段释放的游离脂肪酸(free fatty acid,FFA)采用pH-stat 法进行监测[17]。 FFA 释放率按公式(7)计算：
式中：VNaOH,NaOH 的滴定体积,L;CNaOH,NaOH 的浓度,mol/L;Mlipid,亚麻籽油的平均摩尔质量;Wlipid,消化体系中油脂的质量,g。
1.4 数据处理
所有实验均至少独立重复3 次,结果表示为“平均值± 标准差”,采用SPSS 27.0.1 进行单因素方差分析和Dunken 多重比较,P ＜0.05 认为具有显著性差异。 使用Origin 2026 进行数据的可视化。
2 结果与分析
2.1 AAN 对亚麻籽乳液氧化稳定性的影响
脂质氧化是导致含有不饱和脂质的乳液品质劣变和营养流失的主要原因之一[18]。 POV 主要反映初级氧化产物的积累程度。 如图1-a 所示,乳液的POV随AAN 质量浓度的增加显著降低(P ＜0.05),从对照组的(4.67 ±0.05) meq/kg 下降到2.5 mg/mL 时的(3.18 ±0.07) meq/kg。 TBARS 主要反映次级氧化产物的积累程度。 如图1-b 所示,AAN 对TBARS 的抑制作用比对POV 的抑制更为剧烈且显著。 在2.5 mg/mL质量浓度下,TBARS 下降至(0.91 ±0.08) mg MDA/kg,降幅约52%。 结合前人的研究推测,AAN 增强乳液氧化稳定性的原因有2 点：a)AAN 富含的酚羟基能够捕获自由基并将其淬灭,从而阻断氧化链式反应;b)AAN 的引入可能辅助亚麻籽乳液构建具有物理屏蔽作用的界面结构,从而抑制油脂氧化[19]。
图1 不同AAN 浓度对乳液氧化稳定性的影响
Fig.1 Effect of different AAN concentrations on oxidative stability of emulsions
注：不同字母代表样品组间存在显著性差异(P ＜0.05)(下同)。
2.2 AAN 对亚麻籽乳液风味特征的影响
2.2.1 快速气相电子鼻
电子鼻技术基于仿生学原理,能够实现对样品挥发性气味特征的快速检测,已成为精准区分不同样品间香气特征差异、表征气味轮廓的有效方法。
如图2 所示,各组乳液的整体气味轮廓相似,但在特定挥发性成分的响应强度上存在差异。 不同AAN浓度的样品在MXT-5 色谱柱上保留时间为16.84 s 和21.50 s 的峰面积和在MXT-1701 色谱柱上保留时间为20.65 s 的峰面积具有显著性差异(P ＜0.05),它们分别可能代表丙醛、丁酮和2-甲基丙醛(表1)。 上述三类关键挥发性成分的峰面积与AAN 的浓度具有相关性。 随着AAN 浓度的增加,这3 种特征物质的峰面积均呈下降趋势,与前述乳液POV 及TBARS 指标的下降趋势一致。
表1 不同AAN 浓度下乳液的雷达图中对应的风味物质
Table 1 Volatile flavor compounds corresponding to radar plots of emulsions at different AAN concentrations
序号保留时间/s中文名CAS 号分子式115.82-1异丙醇67-63-0C3 H8 O 216.84-1丙醛123-38-6C3 H6 O 321.50-1丁酮78-93-3C4 H8 O 425.83-1乙酸乙酯141-78-6C4 H8 O2 528.82-13-甲基丁醛590-86-3C5 H10 O 629.89-1丙二醇57-55-6C3 H8 O2 761.46-1月桂烯123-35-3C10 H16 820.65-22-甲基丙醛78-84-2C4 H8 O 927.33-2乙酸异丙酯108-21-4C5 H10 O2 1088.03-22-苯乙醇60-12-8C8 H10 O
注：保留时间后面的1 为MXT-5 气相色谱柱,2 为MXT-1701 气相色谱柱。
图2 不同AAN 浓度下乳液的雷达图
Fig.2 Radar plot of emulsions at different AAN concentrations
注：保留时间后面的1 为MXT-5 气相色谱柱,2 为MXT-1701气相色谱柱,A 代表以峰面积作图。
使用主成分分析和判别因子分析对不同AAN 浓度的样品气味指纹进行降维与聚类。 判别指数是衡量样品区分度的指标。 通常,当判别指数处于80 ～100 时,不同样品可有效区分且聚类效果良好[20]。如图3-a 所示,PCA 图的判别指数为95,表明各组样品在风味空间上具有良好的独立性,且PC1 和PC2的累计贡献率为99.9%,基本能够反映样品风味差异的全部信息。 此外,DFA 在PCA 的基础上,放大不同样品间的气味特征差异。 如图3-b 所示, DF1 与DF2 的累计贡献率超过99%,可以有效区分不同AAN浓度的乳液,与PCA 的结果相同。 电子鼻结合PCA 和DFA 分析表明,AAN 对乳液风味具有调控作用。
图3 不同AAN 浓度下乳液的主成分分析和判别分析
Fig.3 Principal component analysis and discriminant function analysis of emulsions at different concentrations
2.2.2 顶空固相微萃取-气质联用
本研究通过顶空固相微萃取-气质联用技术测定了不同AAN 质量浓度的亚麻籽乳液的挥发性物质,并聚焦于与油脂氧化相关的挥发性物质。 如图4 所示,本研究共检测到30 种关键挥发性成分,包括3 种烃类、2 种酮类、8 种酯类、11 种醇类、4 种醛类和2 种呋喃。 其中包括来源于亚油酸氧化的特征产物己醇、戊醇和2-戊基呋喃,以及来源于ALA 氧化的特征产物丙醛和3-己烯-1-醇[21]。 亚麻籽乳液中的挥发性物质主要源于磨浆和贮存期间脂肪氧合酶催化不饱和脂肪酸的氧化[22]。 此外,在制样过程中,糖类和氨基酸可以通过美拉德反应产生2-甲基呋喃、2-乙基呋喃和2-丙基呋喃等挥发性化合物[23]。
图4 不同AAN 浓度下乳液挥发性风味化合物的热力图和分类图
Fig.4 Heatmap and classification of volatile flavor compounds in emulsions with different AAN concentrations
综合热力图和分类图可以得出,挥发性物质的变化具有一定的规律。 一方面,脂质氧化标志物显著减少(P ＜0. 05)。 随着AAN 质量浓度的增加,丙醛、3-己烯-1-醇和2-戊基呋喃等氧化标志物对应的色块由深红逐渐转为深蓝色。 这与分类汇总图中的醛、酮、醇总量下降的结果一致,表明AAN 有效抑制了脂质氧化。 另一方面,随AAN 质量浓度增加,酯类物质的含量显著增加(P ＜0.05),酯类总量升高至对照组的3.2 倍。 这主要归因于AAN 粗提物中内源性酯类物质的直接引入,或是亚麻籽组分在烘烤及研磨过程中通过美拉德反应和Strecker 降解途径产生。 实验结果表明,AAN 在提升乳液氧化稳定性的同时改善了风味品质,这与前述乳液的POV、TBARS 和快速气相电子鼻的结果一致。
2.3 功能化粉末的理化指标
利用冷冻干燥技术将AAN-亚麻籽乳液转化为功能化粉末,其基本理化指标如表2 所示。
表2 功能化粉末的理化指标
Table 2 Physicochemical properties of functionalized powders
AAN 质量浓度/(mg/mL)L*a*b*溶解度/%包埋率/%0 61.58 ±0.02a5.80 ±0.01f13.11 ±0.03a77.36 ±1.16c0d 0.551.39 ±0.03b8.67 ±0.03b3.64 ±0.01b80.35 ±0.94b78.82 ±2.12c 1 46.76 ±0.02c9.65 ±0.01a1.03 ±0.03c83.13 ±0.51a87.06 ±0.88ab 1.544.81 ±0.02d7.72 ±0.01c0.24 ±0.01d83.79 ±0.68a90.15 ±0.43a 2 42.78 ±0.03e7.45 ±0.02d0.18 ±0.01e79.53 ±0.95bc90.88 ±1.68a 2.541.88 ±0.02f6.95 ±0.01e-0.24 ±0.02f78.68 ±0.85bc85.85 ±1.55b
注：同一列中不同小写字母表示存在显著性差异(P ＜0.05)。
2.3.1 色泽
色泽是评价粉末感官品质与消费者接受度的重要指标。 随着AAN 质量浓度的增加,粉末的亮度值(L*)显著下降(P ＜0.05),表明AAN 的引入改变了亚麻籽基质的色泽。 红绿度(a*)在AAN 质量浓度为1.0 mg/mL 时达到最大值,随后略有回落,但仍显著高于对照组(P ＜0.05),这是由于AAN 的紫红色赋予了粉末红色。 黄蓝度(b*)随AAN 质量浓度的增加显著降低(P ＜0.05),表明AAN 掩盖了亚麻籽原有的黄色。
2.3.2 溶解度
溶解度是评价粉末再分散能力的关键指标。 本研究制备的功能化粉末的溶解度范围为(77. 36 ±1.16)% ～(83.79 ±0.68)%,具备良好的水分散性。随着AAN 质量浓度的增加,粉末溶解度先升后降。当AAN 浓度为1.5 mg/mL 时,溶解度显著高于其他组(P ＜0.05)。 这可能是由于AAN 中的花色苷等多酚可通过氢键与亚麻籽蛋白或胶体结合,从而提高粉末的溶解度[24]。 然而,过量的AAN 可能引起亚麻籽体系内组分的聚集,从而降低粉末的溶解度。
2.3.3 包埋率
包埋率(encapsulation efficiency,EE)是评价粉末体系对活性成分装载能力及保护效果的关键指标[25]。随着AAN 质量浓度的增加,粉末EE 先升高后趋于平稳。 当AAN 质量浓度为1. 5 mg/mL 时,EE 达到最大值。 然而,当AAN 质量浓度进一步增加时,EE 的增长趋于饱和。 结果表明,亚麻籽基质对AAN 的负载量有限。 从经济成本和包埋率综合考虑,1.5 mg/mL是亚麻籽体系实现最大包埋率的最佳浓度。
2.4 功能化粉末的氧化稳定性和消化特性分析
AAN 对粉末氧化稳定性的影响如图5 所示。 所有样品的POV 均呈上升趋势。 对照组的氧化速率最高,第13 天时POV 达到(36.59 ±1.67) meq/kg。 相比之下,AAN 的引入可显著抑制脂质氧化过程(P ＜0.05),这与前述乳液POV 的变化一致,表明在粉末化后AAN 仍保持较好的抗氧化作用。
图5 不同AAN 质量浓度对粉末氧化稳定性的影响
Fig.5 Effect of AAN concentration on oxidative stability of powders
AAN 在SGF 和SIF 阶段的保留率变化如图6-a所示。 负载于亚麻籽体系中的AAN(B1 ～B5 组)在整个消化过程中的保留率均高于对照组(A 组)。 在SGF 阶段,B1 ～B5 组粉末的AAN 保留率均高于90%,表明亚麻籽基质可有效屏蔽胃酸对AAN 的降解作用。 此外,花色苷在胃部基本不被降解。 进入SIF 阶段后,由于环境pH 值的升高和消化酶的作用,AAN 保留率显著下降,但B3 组(1.5 mg/mL)的保留率仍显著高于其他组(P ＜0.05)。
图6 功能化粉末在体外模拟消化过程中AAN 的稳定性及脂质消化特性
Fig.6 Stability of AAN and lipid digestion characteristics of functionalized powders during in vitro simulated digestion
注：A 为纯AAN 组,B1 ～B5 分别为0.5、1、1.5、2、2.5 mg/mL 组(下同)。
如图6-b 所示,与A 组相比,随着AAN 质量浓度的增加,所有功能化粉末组的生物可及性先升高后降低,在1.5 mg/mL 时达到最大值(35.44 ±0.37)%。这可能是由于高浓度粉末组的溶解度显著降低,减缓了AAN 在消化液中的释放与胶束化过程,从而导致其生物可及性的降低。 为进一步量化AAN 在小肠环境下的降解速率,采用一级动力学模型对SIF 阶段AAN 的保留量进行拟合(图6-c 和表3)。 与A 组相比,所有功能化粉末组的降解速率常数k 均显著降低,半衰期t1/2均显著升高(P ＜0.05)。 当AAN 质量浓度为1.5 mg/mL 时,体系表现出最强的稳定性,t1/2升高至99.26 min。 综上,亚麻籽体系可提高AAN 的稳定性和生物可及性,且具有浓度依赖效应。
表3 小肠降解动力学参数
Table 3 The degradation kinetic parameters in the small intestine phase
组别R2k /min -1t1/2 /min A 0.956 70.018 138.36 B10.889 20.009 077.14 B20.875 10.007 987.26 B30.885 90.007 099.26 B40.881 40.007 789.57 B50.885 20.008 680.33
采用pH-stat 法考察模拟小肠消化过程中不同AAN 质量浓度对亚麻籽油消化行为的影响。 如图6-d所示,各组样品在小肠消化初期(0 ～10 min)均表现出较快的FFA 释放速率,随后逐渐趋于平稳。 在小肠阶段消化2 h 后,6 个样品的最终FFA 释放率分别为75.22%、61.65%、58.61%、57.19%、65.14%和65.47%。 与对照组相比,负载AAN 的粉末其FFA 最终释放率均显著降低(P ＜0.05)。 随着AAN 质量浓度的增加,抑制脂质释放的效果先增强后减弱,在1. 5 mg/mL 时抑制效果最显著。 这可能是由于适量AAN 的引入促使亚麻籽体系形成了最为致密的界面结构,阻碍了胰脂肪酶向脂滴的迁移和吸附[26];同时,AAN 可能抑制胰脂肪酶的催化活性[27]。 结果表明,AAN 能有效调节亚麻籽油的消化行为,实现脂质的受控释放。
3 结论
本研究以亚麻籽全内源组分为载体,构建黑果腺肋花楸花色苷(AAN)调控的乳液及其功能化粉末体系,评估了AAN 对亚麻籽体系品质的调控作用。 结果表明,AAN 可显著抑制脂质的初级和次级氧化,减少醛、酮和呋喃类等氧化异味物质的产生,并增加酯类物质的含量(P ＜0.05),从而改善亚麻籽乳液的风味品质。 粉末化后,AAN 可显著改善色泽、溶解性、包埋率与氧化稳定性。 体外模拟胃肠消化实验表明,亚麻籽体系提高了AAN 在胃肠消化中的稳定性和生物可及性,且具有浓度依赖效应;同时,AAN 在一定程度上延缓了脂质的释放。 总之,AAN 可作为天然功能因子有效调控亚麻籽体系的氧化稳定性、风味与营养递送效率,为开发清洁标签、高稳定性植物基ω-3功能食品提供了数据支持。
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