菠萝[Ananas comosus (L.) Merr.],被子植物门凤梨科凤梨属植物,有70多个品种,是世界第三大热带水果。菠萝在我国主要分布在广东和海南2个省份,这2个省份的菠萝产量占我国菠萝总产量近九成[1]。2023年全球菠萝产量约为2 960万t,其中我国菠萝在2023年产量为209.4万t,且我国产量在逐年增加。菠萝主要有鲜食和加工2种形式,其中加工的量远不如鲜食的量,且大部分还是初级加工,如制成罐头或果干,其中产生的菠萝皮渣约占菠萝整果实的50%～60%[2],直接将其丢弃既是对资源的浪费,也会对环境造成污染,所以对菠萝皮渣进行高值化研究很有意义。
果胶是由α-1,4-糖苷键连接的半乳糖醛酸组成的基本骨架,由一个或两个α-1, 2-L-鼠李糖残基连接侧链中性糖的阴离子多糖,是植物相邻细胞壁间和胞间层中均存在的一种非均质杂多糖[3]。目前主流观点是果胶由同型半乳糖醛酸聚糖、鼠李半乳糖醛酸聚糖Ⅰ、鼠李半乳糖醛酸聚糖Ⅱ和木糖半乳糖醛酸聚糖这4个结构域组成。果胶具有降血糖、抗肿瘤、改善肠道菌群、免疫调节[4]等多种生物活性。果胶无毒无害,是一种安全的天然食品添加剂,目前广泛应用于食品领域中,可作为增稠剂、乳化剂和凝胶剂等。菠萝皮含有钙、钾、维生素C、碳水化合物、膳食纤维和水等营养成分,有研究表明其果胶大概占9.2%[5],可用于提取果胶。
目前工业上果胶的提取方法主要是酸提法,而其他方法在工业上的应用难寻踪迹,基本停留于实验室阶段[6]。酸提法是利用果胶在酸溶液中会水解为游离态果胶,再通过加入醇使其沉淀。碱提法是利用碱性溶液中的氢氧根离子会引起细胞壁溶胀,破坏纤维素、半纤维素与果胶之间的共价、非共价作用,从而使果胶释放。水提法是通过高温破坏植物细胞壁的原果胶和纤维素、半纤维素的结合来释放果胶。草酸铵提取法是由于草酸铵能与植物细胞壁中的钙、镁等金属离子结合,破坏果胶-金属离子复合物,从而释放出水溶性果胶。酶法提取是通过生物酶水解原料细胞壁中的纤维素和半纤维素来破坏细胞壁,从而使果胶被提取出来。本研究通过比较柠檬酸法、氢氧化钠法、水提法、草酸铵法和纤维素酶解法5种方法提取果胶的单糖组成、理化性质、流变性能、抗氧化性等方面的差异,为菠萝皮果胶的提取与应用提供理论依据。
1 材料与方法
1.1 材料及仪器
菠萝,广东省湛江市徐闻县。
考马斯亮蓝G-250、刚果红、DPPH、ABTS,上海源叶生物有限公司;纤维素酶、牛血清白蛋白、D-(+)-半乳糖醛酸,上海麦克林生化科技有限公司;乙醇,广东西陇科学有限公司;过硫酸钾、溴化钾、葡萄糖、硫酸、咔唑、苯酚、柠檬酸、草酸铵、乙醇、甲醇、硝酸钠、NaOH,上海国药化学试剂有限公司。
FW100高速粉碎机,天津市泰斯特仪器有限公司;UV-00PC紫外可见分光光度计,上海元析仪器有限公司;GZX-9140MBE电热鼓风干燥箱,上海博讯实业有限公司医疗设备厂;RE-2000A旋转蒸发器,上海亚荣生化仪器厂;SHZ-D(ⅲ)循环水式真空泵,巩义市予华仪器有限责任公司;FW-4型压片机,天津天光光学仪器有限公司;3K-15台式高速冷冻离心机,曦玛离心机(扬州)有限公司;HAAKE MARS60流变仪、Nicolet iS10傅里叶变换红外光谱仪,赛默飞世尔科技公司;X’Pert PRO MPD X-射线衍射仪,荷兰帕纳科公司。
1.2 实验方法
1.2.1 果胶的提取
将新鲜菠萝皮洗净后烘干,用粉碎机粉碎后过60目筛得到菠萝皮粉。参考冯静等[7]的方法将菠萝皮通过以下5种方法进行提取。
柠檬酸提法:称取10 g 60目筛菠萝皮粉末,按照料液比1∶15加入pH值为2的柠檬酸溶液,在80 ℃下搅拌提取1 h。提取完成后,4 000 r/min下将提取液离心5 min,弃去沉淀,上清液加入无水乙醇[V(浓缩液)∶V(无水乙醇)=1∶3]醇沉,4 ℃醇沉12 h,4 000 r/min离心5 min,收集果胶沉淀,沉淀用少量水复溶,冷冻干燥得到菠萝皮果胶,命名为CEP。
碱提法:称取10 g 60目筛菠萝皮粉末,按照料液比1∶15加入50 mmol/L的NaOH溶液,其余步骤同柠檬酸提法,冷冻干燥得到菠萝皮果胶,命名为AEP。
水提法:称取10 g 60目筛菠萝皮粉末,按照料液比1∶15(g∶mL,下同)加入去离子水,其余步骤同柠檬酸提法,冷冻干燥得到菠萝皮果胶,命名为WEP。
草酸铵提法:称取10 g 60目筛菠萝皮粉末,按照料液比1∶15加入2%(质量分数)的草酸铵溶液,其余步骤同柠檬酸提法,冷冻干燥得到菠萝皮果胶,命名为AOEP。
酶解法:称取10 g 60目筛菠萝皮粉末,按照料液比1∶15加入去离子水,加入0.3 g的纤维素酶,调节pH值至5,在50 ℃下搅拌40 min。其余步骤同柠檬酸提法,冷冻干燥得到菠萝皮果胶,命名为EAEP。
果胶提取率的计算如公式(1)所示:
提取率
(1)
式中:m1,果胶提取物的质量,mg;m2,预处理后的菠萝皮粉质量,mg。
1.2.2 紫外光谱分析
采用紫外光谱法分析提取的果胶样品是否存在杂质。分别称取1 mg不同果胶样品,溶解于1 mL去离子水中,在200～800 nm范围内检测样品的紫外-可见吸收光谱,重点考察其在280 nm处是否有蛋白质吸收峰。
1.2.3 傅里叶变换红外光谱分析
采用KBr压片法。分别称取不同果胶样品10 mg与 KBr 1 g于玛瑙研钵中细磨成粉状。用红外干燥灯烘干,再用压片机压成透明片状,然后置于红外光谱仪上进行测定。波数范围设定为4 000～400 cm-1,扫描次数为32,分辨率为4 cm-1。
1.2.4 果胶样品化学组成测定
1.2.4.1 半乳糖醛酸含量
采用硫酸-咔唑法测定半乳糖醛酸含量。分别吸取0、20、30、40、50、60、70、80、90、100 μL的0.3 mg/mL半乳糖醛酸溶液于试管,加水至500 μL,然后加入3 mL浓硫酸充分混匀后在85 ℃反应20 min,再加入100 μL的0.1%(体积分数)咔唑乙醇溶液,充分混匀后室温静置2 h。在530 nm处测定吸光值,以半乳糖醛酸浓度为横坐标,吸光值为纵坐标,绘制标准曲线。配制质量浓度为0.5 mg/mL的果胶样品溶液,准确吸取80 μL,按照上述步骤操作,所得吸光值代入标准曲线,可计算出样品中糖醛酸含量。
1.2.4.2 总糖含量
采用苯酚-硫酸法测定总糖含量。分别吸取0、0.4、0.6、0.8、1.0、1.2、1.4、1.6、1.8 mL的0.04 mg/mL的葡萄糖溶液于试管,用蒸馏水补至2.0 mL,然后加入6%(体积分数)苯酚溶液1.0 mL及浓硫酸5.0 mL,摇匀冷却,室温放置20 min后于490 nm测定吸光值,以多糖浓度为横坐标,吸光值为纵坐标,绘制标准曲线。配制质量浓度为0.5 mg/mL的果胶样品溶液,准确吸取1.0 mL,补水至2.0 mL,按照上述步骤操作,所得吸光值代入标准曲线,可计算出样品中总糖含量。
1.2.4.3 蛋白质含量
采用考马斯亮蓝法测定果胶样品中游离蛋白质含量。分别吸取0、0.2、0.4、0.6、0.8、1.0 mL的1 mg/mL牛血清白蛋白标准溶液,加蒸馏水补至1.0 mL,加入5 mL考马斯亮蓝溶液,混合均匀,静置5 min,在波长595 nm处测定其吸光值,以蛋白质含量为横坐标,吸光值为纵坐标,绘制标准曲线。配制质量浓度为0.5 mg/mL的果胶样品溶液,准确吸取1.0 mL,按照上述步骤操作,所得吸光值代入标准曲线,可计算出样品中蛋白质含量。
1.2.4.4 单糖组成
参考WANG等[8]的方法取干净的色谱瓶,称取适量多糖样品,加入1 mL 2 mol/L三氟乙酸溶液,121 ℃加热2 h。通氮气,吹干。加入甲醇清洗吹干,重复2～3次。加入无菌水溶解,将溶解后的样品转移至色谱瓶中,待测。设定流动相A(H2O),流动相B(0.1 mol/L NaOH),流动相C(0.1 mol/L NaOH,0.2 mol/L CH3COONa),流速0.5 mL/min;柱温为30 ℃。洗脱梯度:0 min A相/B相/C相(95∶5∶0,体积比),26 min A相/B相/C相(85∶5∶10,体积比),42 min A相/B相/C相(85∶5∶10,体积比),42.1 min A相/B相/C相(60∶0∶40,体积比),52 min A相/B相/C相(60∶40∶0,体积比),52.1 min A相/B相/C相(95∶5∶0,体积比),60 min A相/B相/C相(95∶5∶0,体积比)。
1.2.4.5 分子质量
参考ZHENG等[9]的方法将果胶样品溶解在0.1 mol/L NaNO3水溶液(含0.02% NaN3,质量分数)中,终质量浓度为1 mg/mL,并通过孔径为0.45 μm的过滤器过滤后上机检测。柱温45 ℃,进样量100 μL,流动相A(0.02% NaN3,0.1 mol/L NaNO3),流速0.6 mL/min,洗脱梯度为等度75 min。
1.2.5 X射线衍射(X-ray diffraction, XRD)图谱分析
取适量果胶样品,置于样品槽中,载玻片将样品压平,具体参数:电压40 kV,电流40 mA,扫描步长0.02°,测试速度0.1 s/步,扫描范围6°～60°。
1.2.6 微观结构分析
采用扫描电镜观察菠萝皮果胶的表面形貌。将果胶粉末黏附于导电胶上,真空喷镀仪进行喷金30 s,上机观察,放大倍数为1 200倍。
1.2.7 刚果红实验
参考齐雨红[10]的方法,取1 mL果胶溶液(2 mg/mL),与1.5 mL刚果红试剂(80 μmol/L)混合。然后逐渐加入1 mol/L NaOH溶液,直至最终NaOH浓度分别达到0、0.1、0.2、0.3、0.4、0.5 mol/L。混合并静置10 min后,用紫外分光光度计在400～600 nm处扫描,测定不同NaOH溶液浓度下果胶的最大吸收波长(λmax)。以去离子水代替样品溶液为对照。
1.2.8 流变性能测定
将不同果胶样品配制成20 mg/mL的溶液,使用流变仪测定流变性能,转子选择P60,控制测定温度为25 ℃。取0.5 mL果胶溶液置于夹具和平板转子之间,在稳态剪切模式下,设置剪切速率从0.01 s-1指数增加到100 s-1,测定剪切黏度随剪切速率的变化情况。
1.2.9 抗氧化活性测定
将不同方法提取的果胶样品分别配制成质量浓度为1.0、2.0、3.0、4.0、5.0 mg/mL的果胶溶液。
1.2.9.1 DPPH自由基清除率
参考王秀丽等[11]的方法,取上述制备好的不同质量浓度果胶样品1 mL与新制备的2 mL DPPH溶液(0.2 mmol/L)以及2 mL乙醇充分混合。将混合均匀的溶液置于黑暗中室温静置20 min,在517 nm处测定其吸光度,以无水乙醇为空白对照,维生素C为阳性对照。DPPH自由基清除率的计算如公式(2)所示:
DPPH自由基清除率
(2)
式中:A0,不含样品的DPPH溶液吸光值;A1,DPPH溶液混合样品后的吸光值;A2,不含DPPH溶液的样品溶液吸光值。每种溶液重复3次实验。
1.2.9.2 ABTS阳离子自由基清除率
参考ZHANG等[12]的方法,将等体积的ABTS溶液(7.00 mmol/L)和过硫酸钾(2.45 mmol/L)混合,暗处储存静置过夜后,用无水乙醇稀释30倍。取0.25 mL不同质量浓度待测溶液加入到5 mL ABTS阳离子自由基体系中,室温下将混合均匀的溶液置于黑暗中静置30 min,在734 nm处测定其吸光度,以无水乙醇为空白对照,维生素C为阳性对照。ABTS阳离子自由基清除率的计算如公式(3)所示:
ABTS阳离子自由基清除率
(3)
式中:A0,不含样品的ABTS溶液吸光值;As,ABTS溶液混合样品后的吸光值;Ac,不含ABTS溶液的样品溶液吸光值。每种溶液重复3次实验。
1.2.9.3 羟自由基清除率
参考ZHANG等[13]的方法,稍作修改。取2 mL不同质量浓度的样品溶液,分别加入2 mL FeSO4(6 mmol/L),2 mL水杨酸乙醇溶液(6 mmol/L)和2 mL H2O2(6 mmol/L)。室温下将混合均匀的溶液置于黑暗中静置1 h,在517 nm处测量吸光度,以无水乙醇为空白对照,维生素C为阳性对照。羟自由基清除率的计算如公式(4)所示:
羟自由基清除率
(4)
式中:A0,不含样品的羟自由基溶液吸光值;A1,溶液混合样品后的吸光值;A2,不含羟自由基溶液的样品溶液吸光值。每种溶液重复3次实验。
1.3 数据处理
每个实验重复3次,实验结果以“平均值±标准偏差”的形式表示,使用Excel 2019软件计算平均值和标准偏差,使用Origin 2024软件绘图。
2 结果与分析
2.1 紫外光谱分析
如图1所示,CEP、WEP和AEP在280 nm左右有紫外吸收峰,表明这3种果胶含有一定量的蛋白质,后续需要进行纯化以得到均一物质。AOEP、EAEP在所有波长中未表现出明显吸收峰,表明这2种果胶样品中蛋白质杂质含量较少。WEP在330 nm附近的吸收峰可能是由于多酚的存在,水提法相对其他方法使酚类溶出更多,乙醇让部分酚类出现沉淀,使WEP存在酚类残留[14]。
图1 不同方法提取果胶的紫外光谱图
Fig.1 Ultraviolet spectrum of pectin extracted by different methods
2.2 傅里叶变换红外光谱分析
如图2所示,3 401 cm-1的吸收峰为—OH伸缩振动引起,2 925 cm-1为C—H反对称伸缩吸收峰,这是糖类中甲基和亚甲基的伸缩振动导致,是多糖类物质的特殊吸收峰[15]。在1 600、1 396 cm-1的吸收峰是由C
O和C—O伸缩振动引起的,说明果胶中有糖醛酸,1 739 cm-1和1 600 cm-1为被酯化的羧基与游离的羧基的吸收峰。通过红外光谱可计算出不同果胶样品的酯化度分别为CEP 33.47%、AEP 17.24%、WEP 35.4%、AOEP 23.6%、EAEP 31.21%[16]。相比于其他样品,AOEP和EAEP在1 739 cm-1的吸收峰变弱甚至消失,说明其酯键可能发生降解。800～1 200 cm-1的吸收峰被认为是碳水化合物的“指纹”区域。1 049 cm-1为C—O伸缩振动峰,表明所有果胶样品均有吡喃环的存在。903、838 cm-1的吸收峰表明CEP、AEP、WEP果胶组分中同时含有α-型和β-型糖苷键[17]。AOEP和EAEP所提取的果胶与其他方法提取的果胶红外光谱差异较大,2种果胶样品在2 925、1 739、838 cm-1的吸收峰消失,在400～800 cm-1的吸收峰与CEP、AEP和WEP差异明显,以上结果表明不同提取方法对果胶的官能团产生较大影响。
图2 不同方法提取果胶的红外光谱图
Fig.2 Infrared spectrum of pectin extracted by different methods
2.3 果胶化学组成
如表1所示,5种果胶主要由Ara、Gal、Glc、Xyl、Man、Gal-UA、Glc-UA这几种单糖组成,Fuc、Rha含量较少。Glc在某些样本中含量较高,比如AOEP的36.39%和EAEP的35.87%。这说明提取的果胶含有较多的纤维素或其他葡萄糖聚合物,可能因提取方法未完全去除淀粉或纤维素,导致葡萄糖类杂质残留[18]。WEP的Xyl含量最高,可能是由于酸碱会对木聚糖主链过度水解,Xyl保留率相比CEP和AEP更高,同时由于提取率相对AOEP和EAEP较低,Xyl在单糖组成中占比变高。果胶主要由半乳糖醛酸组成,但半乳糖醛酸含量在不同样本中的比例并不高,比如EAEP的Gal-UA含量为2.78%,WEP的Gal-UA含量为3.18%,这可能是提取过程杂质溶出较多所致。
表1 不同方法提取的果胶的单糖组成
Table 1 Composition of pectin monosaccharides extracted by different methods
样品名称单糖组成/%FucRhaAraGalGlcXylManGal-UAGlc-UACEP0.451.0013.2816.1819.0420.9017.927.004.24AEP0.431.4310.8910.2028.0221.4011.7412.643.26WEP0.381.0015.1715.7210.8930.9817.643.185.04AOEP0010.9911.4036.3918.8014.324.633.48EAEP01.2712.5217.1735.8713.5812.542.784.26
如表2所示,草酸铵法和纤维素酶解法所得果胶得率较高,而其半乳糖醛酸含量较低,AOEP为7.64%,EAEP为16.64%,这可能是由于草酸铵会溶解与果胶结合的半纤维素等杂质,酶会水解纤维素和半纤维素,导致这2种果胶样品纯度降低[19]。酸提法的提取率略低于碱提法,是因为酸性条件对细胞壁多糖网络结构的破坏没有碱性环境剧烈,另一方面果胶在强酸条件下可能会发生水解,这也在一定程度上降低了果胶得率[20]。柠檬酸提法、碱提法、水提法含有的蛋白质含量相对较多,可能是由于柠檬酸提法和水提法只能使部分蛋白质变性,还有部分蛋白与果胶结合,碱提法在中和pH步骤中使蛋白质-果胶复合物沉淀。MW反映分子质量较高的多糖部分对平均分子质量的占比,而Mn反映某一范围内分子数量最多的部分对平均分子质量的贡献,强调小分子物质在样品中的情况。对于相同来源的果胶,高分子质量果胶往往比低分子质量果胶具有更强的免疫调节活性[21]。AEP分子质量最高,这可能是由于形成了果胶-蛋白复合物引起[22]。WEP的分子质量较高,可能是由于形成了果胶-纤维素复合物所致[23]。AOEP和EAEP分子质量最低,且其PDI较高,可能是因为草酸铵提法过程中果胶与杂质分离不彻底,使其分子质量分布较宽,而酶解提取法则可能因提取过程果胶多糖发生了部分降解,导致其分子质量分布相对较宽,因而具有较高的PDI[24]。此外,AEP的半乳糖醛酸含量最高,WEP的总糖含量较高,EAEP的蛋白质含量最低。综合表1和表2的结果表明,提取方法显著影响果胶样品的单糖组成、化学组成和分子质量等理化性质。
表2 不同方法提取的果胶的化学组成及分子质量
Table 2 Chemical composition and molecular weight of pectin extracted by different methods
样品果胶得率/%半乳糖醛酸含量/%总糖含量/%蛋白质含量/%Mn/kDaMp/kDaMw/kDaMz/kDaPDI/(Mw/Mn)CEP1.71±0.08b27.06±1.13b54.29±3.23b2.52±0.66a220.7982.19737.648 173.823.34AEP2.41±0.10b34.63±2.31a44.2±3.69c2.46±0.21a751.20539.653 152.9336 801.594.20WEP1.02±0.04b33.67±1.62a66.69±4.92a1.22±0.33b442.38351.191 294.0358 194.882.93AOEP10.34±0.35a7.64±0.67c27.2±2.41d0.79±0.28c2.541.4328.15239.6611.10EAEP6.44±0.23c16.64±1.36d30.05±2.87d0.29±0.16d2.080.5125.83149.2712.41
2.4 XRD分析
如图3所示,总体而言,5种方法提取的果胶样品均存在衍射峰,说明5种样品均具有结晶和非晶性质。其中,CEP、WEP和AEP在21°附近有一个弱小的宽峰,该峰可归因于果胶中大量羧基与半乳糖醛酸的相互作用,表明其主要为非晶态结构,同时存在少部分晶态结构[25]。与CEP、WEP和AEP相比,EAEP和AOEP两种果胶样品存在一些明显的尖锐晶峰,这可能与上述2种果胶样品的分子质量较低或者样品中存在一些小分子糖有关,高分子质量的多糖不利于形成晶体结构[25]。上述结果表明果胶多糖的结晶结构受提取方法影响,与YANG等[26]的报道一致。
图3 不同方法提取的果胶的XRD图
Fig.3 XRD spectrum of pectin extracted by different methods
2.5 扫描电镜分析
如图4所示,CEP和WEP果胶形态接近,均呈现相对光滑的薄片,其中CEP的薄片为层叠堆积状态,AEP果胶结构相对没有CEP和WEP光滑,AOEP表面呈破碎状,粗糙不平,与其他果胶相比粒径更小,EAEP果胶呈表面光滑的不规则块状,这是其结晶度高的体现。5种果胶的表观形貌存在一定差异,说明不同提取方法影响了果胶的微观形态。
a-CEP;b-AEP;c-WEP;d-AOEP;e-EAEP
图4 不同方法提取的果胶的扫描电镜图
Fig.4 SEM images of pectin extracted by different methods
2.6 刚果红实验
研究表明,刚果红可以与具有三螺旋结构的多糖形成稳定的复合物,使其最大吸收波长发生变化,且具有三螺旋结构的多糖由于存在β-1, 3-糖残基通常表现出更好的生物活性[27]。由图5可看出,CEP、AOEP和EAEP与刚果红的络合导致样品的最大吸收波长在0～0.5 mol/L NaOH浓度范围内呈现先增大后减小的趋势,表明其可能具有三螺旋结构。而AEP和WEP的最大吸收波长则随着NaOH浓度的升高逐渐降低,表明其三螺旋结构可能被破坏。由于果胶分子的羧基在酸性环境中主要以质子化形式存在,分子间静电斥力显著降低,更易通过分子间氢键形成交联,所以酸性提取条件下果胶的三螺旋结构能更好的保留下来。而强碱和高温则破坏了果胶分子内和分子间的氢键,削弱了分子间的交联,未能保持稳定的三螺旋结构[25]。由此说明提取工艺可能会影响果胶多糖的三螺旋结构。
图5 不同方法提取的果胶的刚果红实验结果
Fig.5 Congo red experiment of pectin extractions by different methods
2.7 流变性能测定
如图6所示,果胶黏度与剪切速率呈负相关,说明所有果胶溶液均为剪切稀化流体。最初CEP和EAEP的黏度显著高于其他果胶,均超过了400 mPa·s,WEP和AOEP的起始黏度为150 mPa·s左右,AEP起始黏度最低,只有86.79 mPa·s。随着剪切速率的增加,所有果胶黏度不断降低。除了CEP外,其他果胶的最终黏度都接近1 mPa·s,而在剪切速率为100 s-1 时CEP仍有13.18 mPa·s的黏度。果胶在酸性提取条件下以质子化形式存在,分子间斥力小,能更好保留分子链完整性,致使CEP黏度相对较高。酶解法提取条件相对温和(50 ℃),能较好的维持果胶分子的完整性。因此,EAEP的黏度也相对较高。其余提取方法均在80 ℃条件下进行,由于高温会破坏果胶分子链的交联作用,使分子间分散度增大,从而造成果胶黏度下降[28]。
图6 不同方法提取的果胶黏度
Fig.6 Viscosity of pectin extracted by different methods
2.8 抗氧化活性评价
果胶的抗氧化能力可归因于2个方面:一是结构中大量的活性羟基和羧基,二是通过结合自由基离子终止自由基链氧化反应以形成稳定的化合物[29],且果胶的抗氧化活性受分子质量、RG-I结构域占比和分枝程度等因素的影响[30]。如图7-a所示,其中AEP和AOEP对DPPH自由基的清除能力最强,在其果胶质量浓度为1 mg/mL时可达到60%的清除率,其次为CEP和WEP,在其质量浓度为5 mg/mL时最高可达到50%的DPPH自由基清除率,EAEP对DPPH自由基的清除能力最弱,在质量浓度为5 mg/mL时其对DPPH自由基清除率为7.89%。如图7-b所示,其中AOEP对ABTS阳离子自由基的清除能力最强,当质量浓度为2 mg/mL时,AOEP对ABTS阳离子自由基的清除率可达90%,与阳性对照维生素C接近。其次为WEP,其对ABTS阳离子自由基的清除率最高能达到76.23%,CEP对ABTS阳离子自由基的清除能力最弱,在质量浓度为5 mg/mL时也只有35.69%的清除率。如图7-c所示,其中EAEP和AOEP的羟自由基清除率最高,其清除能力与阳性对照组维生素C接近。当质量浓度为5 mg/mL时,CEP、WEP和AEP对羟自由基的清除率可达到40%以上。总体来说,所有果胶样品的自由基清除能力均存在浓度依赖性,AOEP的抗氧化能力最强,可能是因为AOEP果胶分子为低分子质量果胶,有更多的活性基团暴露出来。
a-DPPH自由基清除率;b-ABTS阳离子自由基清除率;c-羟自由基清除率
图7 不同方法提取的果胶的抗氧化活性
Fig.7 Antioxidant activity of pectin extracted by different methods
3 结论
本文以菠萝皮渣为原料,通过CEP、AEP、WEP、AOEP和EAEP提取菠萝皮果胶,对不同方法得到的果胶得率、化学组成和理化性质进行分析,并对其抗氧化能力进行评估。结果表明:草酸铵提法得率最高(10.34%),热水浸提法得率最低(1.02%);碱提法提取的果胶半乳糖醛酸含量较高;热水浸提法提取的果胶总糖含量最高;酶解法得到的果胶蛋白质含量最低;不同果胶分子质量差异较大,AEP分子质量最大,EAEP分子质量最小,AOEP和EAEP的分子质量与其他果胶差异明显且PDI相对较高;5种方法提取的果胶主要由Ara、Gal、Glc、Xyl和Man组成,含有一定量的Gal-UA、Glc-UA和极少量的Fuc、Rha。CEP、AEP、WEP具有相似的官能团,AOEP和EAEP与这三者官能团差异较大,其在1 739 cm-1处的红外吸收峰变弱甚至消失,表明果胶多糖发生了部分降解;CEP、WEP和EAEP果胶表面光滑,AEP和AOEP表面粗糙,CEP、AEP、WEP均为非晶态结构组成,AOEP和EAEP纯度相对较低;EAEP和CEP的果胶黏度较高,AEP、WEP和AOEP相对较低;5种果胶的抗氧化能力均有浓度依赖性,AOEP的抗氧化活性水平综合最高。综上所述,不同提取方法对菠萝皮果胶的结构、理化性质和抗氧化能力产生显著影响。本研究结果可为菠萝皮果胶的综合利用提供参考。有关不同提取方法对菠萝皮果胶的凝胶特性、乳化特性等的影响及其在食品工业上的应用仍待进一步研究。
[1] 刘青, 周思理, 邓干然, 等.我国菠萝主产区产业发展现状及对策[J].现代农业装备, 2024, 45(3):11-15;20.LIU Q, ZHOU S L, DENG G R, et al.The current situation and countermeasures of industrial development in the main pineapple producing areas of China[J].Modern Agricultural Equipment, 2024, 45(3):11-15;20.
[2] 邓修文, 吕建秋, 张雪艳, 等.湛江地区菠萝产业发展现状及对策研究[J].热带农业科学, 2023, 43(1):119-124.DENG X W, LYU J Q, ZHANG X Y, et al.Study on the development status and countermeasures of the pineapple industry in Zhanjiang[J].Chinese Journal of Tropical Agriculture, 2023, 43(1):119-124.
[3] 张初署, 秦小明, 林华娟, 等.菠萝皮渣果胶超声波提取工艺条件研究[J].食品工业科技, 2007, 28(3):147-149;152.
[4] ZHONG K, WANG Q, HE Y, et al.Evaluation of radicals scavenging, immunity-modulatory and antitumor activities of Longan polysaccharides with ultrasonic extraction on in S180 tumor mice models[J].International Journal of Biological Macromolecules, 2010, 47(3):356-360.
[5] HAMED M, BOUGATEF H, KAROUD W, et al.Polysaccharides extracted from pistachio external hull:Characterization, antioxidant activity and potential application on meat as preservative[J].Industrial Crops and Products, 2020, 148:112315.
[6] YANG X L, WEI S Q, LU X M, et al.A neutral polysaccharide with a triple helix structure from ginger:Characterization and immunomodulatory activity[J].Food Chemistry, 2021, 350:129261.
[7] 冯静, 梁瑞红, 刘成梅, 等.菠萝皮果胶的提取及结构组成研究[J].食品工业科技, 2011, 32(11):241-243;370.FENG J, LIANG R H, LIU C M, et al.Extraction, structural and compositional characterization of pineapple rind pectin[J].Science and Technology of Food Industry, 2011, 32(11):241-243;370.
[8] WANG L, ZHANG B, XIAO J, et al.Physicochemical, functional, and biological properties of water-soluble polysaccharides from Rosa roxburghii Tratt fruit[J].Food Chemistry, 2018, 249:127-135.
[9] ZHENG Z M, HUANG Q L, LING C Q.Water-soluble yeast β-glucan fractions with different molecular weights:Extraction and separation by acidolysis assisted-size exclusion chromatography and their association with proliferative activity[J].International Journal of Biological Macromolecules, 2019, 123:269-279.
[10] 齐雨红. 莲藕水溶性果胶结构鉴定及与微晶纤维素互作研究[D].武汉:华中农业大学, 2024.QI Y H.Identification of water-soluble pectin in lotus rhizome and its interaction with microcrystalline cellulose [D].Wuhan:Huazhong Agricultural University, 2024.
[11] 王秀丽, 薛登萍, 易良, 等.果胶酶提取西番莲果皮多糖的抗氧化和益生菌增殖活性[J].食品与发酵工业, 2024, 50(18):194-200;208.WANG X L, XUE D P, YI L, et al.Antioxidant and probiotic growth activities of polysaccharide extracted from Passiflora edulis peel by using pectinase[J].Food and Fermentation Industries, 2024, 50(18):194-200;208.
[12] ZHANG T, ZHANG H, WEI M, et al.Effects of enzymatic treatment on the physicochemical properties and antioxidant activity of hawthorn pectin[J].Materials Today Communications, 2022, 30:103225.
[13] ZHANG L H, ZHAO S, WANG J X, et al.Enzymatic degradation, structural characterization, and in vitro antioxidant, hypoglycemic, and anti-inflammatory activities of Sanghuang vaninii polysaccharides[J].International Journal of Biological Macromolecules, 2025, 323:147114.
[14] LI M X, WANG J H, YE Y F, et al.Structural characterization and anti-inflammatory activity of a pectin polysaccharide AP2-c from the lignified okra[J].Journal of Food Biochemistry, 2022, 46(9):e14380.
[15] LIU X, LIU J N, BI J F, et al.Effects of high pressure homogenization on pectin structural characteristics and carotenoid bioaccessibility of carrot juice[J].Carbohydrate Polymers, 2019, 203:176-184.
[16] 孙元琳, 崔武卫, 顾小红, 等.傅里叶变换红外光谱法测定当归果胶多糖的酯化度[J].光谱学与光谱分析, 2009, 29(3):682-685.SUN Y L, CUI W W, GU X H, et al.Determination of degree of esterification in pectic polysaccharides from Angelica sinensis(oliv.) Diels by Fourier transform infrared spectroscopy[J].Spectroscopy and Spectral Analysis, 2009, 29(3):682-685.
[17] 张静, 冯潮, 王胜威, 等.龙眼多糖的结构表征及其激活巨噬细胞的作用[J].食品科学, 2023, 44(5):103-111.ZHANG J, FENG C, WANG S W, et al.Structural characterization of Longan polysaccharide and its activating effect on macrophages[J].Food Science, 2023, 44(5):103-111.
[18] 孙玮璇. 马铃薯渣果胶多糖的结构表征及酸化乳稳定作用研究[D].杭州:浙江大学, 2021.SUN W X.Structure characterization of potato pulp pectic polysaccharide and its application in the stabilizing of acidified milk drinks[D].Hangzhou:Zhejiang University, 2021.
[19] 王国霞, 牛祎琳, 牛富婷, 等.不同提取方法对密银花多糖理化性质及抗氧化活性的影响[J].食品工业科技, 2024, 45(24):196-203.WANG G X, NIU Y L, NIU F T, et al.Effects of different extraction methods on physicochemical properties and antioxidant activity of polysaccharides from Lonicerae japonicae Flos[J].Science and Technology of Food Industry, 2024, 45(24):196-203.
[20] CUI J F, ZHAO C Y, ZHAO S J, et al.Alkali + cellulase-extracted Citrus pectins exhibit compact conformation and good fermentation properties[J].Food Hydrocolloids, 2020, 108:106079.
[21] RONG Y, YANG R L, YANG Y Z, et al.Structural characterization of an active polysaccharide of Longan and evaluation of immunological activity[J].Carbohydrate Polymers, 2019, 213:247-256.
[22] ZHANG C, ZHU X X, ZHANG F P, et al.Improving viscosity and gelling properties of leaf pectin by comparing five pectin extraction methods using green tea leaf as a model material[J].Food Hydrocolloids, 2020, 98:105246.
[23] CAFFALL K H, MOHNEN D.The structure, function, and biosynthesis of plant cell wall pectic polysaccharides[J].Carbohydrate Research, 2009, 344(14):1879-1900.
[24] LIM J, YOO J, KO S, et al.Extraction and characterization of pectin from Yuza (Citrus junos) pomace:A comparison of conventional-chemical and combined physical-enzymatic extractions[J].Food Hydrocolloids, 2012, 29(1):160-165.
[25] 孙惠. 哈密瓜皮中果胶多糖的提取、修饰及其生物活性的研究[D].长春:长春师范大学, 2024.SUN H.Study on extraction, modification and bioactivity of pectin polysaccharides from cantaloupe peels[D].Changchun:Changchun Normal University, 2024.
[26] YANG N X, WANG D P, GENG Y Y, et al.Structure, physicochemical characterisation and properties of pectic polysaccharide from Premma puberula pamp[J].Food Hydrocolloids, 2022, 128:107550.
[27] REN T, XU M R, ZHOU S, et al.Structural characteristics of mixed pectin from ginseng berry and its anti-obesity effects by regulating the intestinal flora[J].International Journal of Biological Macromolecules, 2023, 242:124687.
[28] 周小敏, 许鑫, 郭天立, 等.不同提取方法对黄秋葵果胶理化性质影响[J].食品工业, 2018, 39(2):54-58.ZHOU X M, XU X, GUO T L, et al.Physiochemical properties of okra pectin extracted by different methods[J].The Food Industry, 2018, 39(2):54-58.
[29] GHARIBZAHEDI S M T.Ultrasound-mediated nettle oil nanoemulsions stabilized by purified jujube polysaccharide:Process optimization, microbial evaluation and physicochemical storage stability[J].Journal of Molecular Liquids, 2017, 234:240-248.
[30] 高瑞萍, 唐维, 梁明艳, 等.不同品种马铃薯渣果胶的结构、理化特性和抗氧化活性[J].食品工业科技, 2025, 46(14):352-361.GAO R P, TANG W, LIANG M Y, et al.Structure, physicochemical properties and antioxidant activities of pectin obtained from different varieties of potato residue[J].Science and Technology of Food Industry, 2025, 46(14):352-361.