从藏灵菇中筛选高抗氧化能力乳酸菌

肖宇1,李键2,周钺1,明玉莲1,周芳1,刘士健1,索化夷1*

1(西南大学 食品科学学院,重庆,400715) 2(西南民族大学 生命科学与技术学院,四川 成都,610041)

摘 要藏灵菇中含有丰富的乳酸菌种,其发酵乳具有较高的抗氧化能力。为得到具有高抗氧化能力的菌株,从14份藏灵菇样品中分离出了80株乳酸菌,其中包括30株开菲尔乳杆菌、9株植物乳杆菌、7株保加利亚乳杆菌、3株干酪乳杆菌、5株假肠膜明串珠菌、26株耐久肠球菌。该文从中选出了36株乳酸菌进行4种抗氧化活性测定:DPPH自由基的清除能力、超氧阴离子的清除能力、还原能力、抗脂质过氧化能力,发现完整细胞组M23、M31、M14、M22,破碎细胞组M30、M22、M14、M30有较高抗氧化活性,并测定了8株抗氧化能力优良的菌株发酵乳的抗氧化能力,发现完整细胞组抗氧化能力较高的4株菌,其发酵乳抗氧化能力也较高。

关键词藏灵菇;分离鉴定;抗氧化;乳酸菌;发酵乳

生物机体的氧化作用(physiological oxidation),是机体代谢过程中产生的羟自由基、过氧化氢等活性氧与蛋白质、糖类、脂质等发生的氧化反应。人体年龄增加的同时,自由基清除机制的平衡更易被打破,当活性氧含量超过一定量,细胞膜、酶类、核酸等物质遭受破坏,导致细胞功能受损等问题,从而引起心血管疾病、动脉粥样硬化等疾病[1]。人体可通过膳食摄入抗氧化物质,提高机体抗氧化能力,达到一定程度的抗衰老作用,然而化学抗氧化剂尚存安全隐患,在人体内富集达到一定量将损害人体正常机能。目前国内天然抗氧化剂种类较少,主要为茶多酚、VC、迷迭香等,且适用范围较窄,分别主要用于果蔬饮料,茶味制品,膨化食品中[2]。乳酸菌主要抗氧化成分为抗氧化多肽,是一种新型的天然抗氧化剂,成本较低且可快速获得[3-5]。找到高抗氧化活性的乳酸菌,对乳制品等领域天然抗氧化剂的开发有重要意义。

藏灵菇又名“西藏雪莲”,是西藏林芝地区传统酸奶的发酵剂,其形似一种白色胶质状颗粒,具有复杂多样的菌相结构,富含各种菌种资源[6-7]。研究表明,藏灵菇以乳酸菌、醋酸菌及酵母菌为优势菌群,其中乳酸菌具有较高的抗氧化活性[8-18]。从中筛选出抗氧化活性较强的乳酸菌,对于丰富拥有自主知识产权的高抗氧化菌种资源库,开发具有高抗氧化能力的酸乳饮品有积极意义。

1 材料与方法

1.1 材料与仪器

1.1.1 材料与试剂

藏灵菇,来源于西藏牧民家庭,保存于西南大学食品科学学院;商业乳酸菌发酵剂,川秀商用酸奶发酵剂、安琪酸奶发酵剂;MRS培养基,美国BD公司;1,2-二苯基-2-三硝基苯肼(1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl,DPPH)(分析纯),美国Sigma公司;无水乙醇,分析纯,成都市科隆化学品有限公司;铁氰化钾、三氯乙酸、FeCl3、硫代巴比妥酸、FeSO4、邻苯三酚、抗坏血酸,均为分析纯,上海国药集团;细菌DNA提取试剂盒,生化试剂,北京索莱宝科技有限公司;2×Taq PCR Master Mix、引物1492R、27F,生化试剂,天根生化(北京)科技有限公司。

1.1.2 仪器与设备

5804R离心机,德国Eppendorf公司;Eynergy H1酶标仪,上海生工生物工程公司;S1000 Thermal Cycler梯度PCR仪,美国Bio-Rad公司;BX53F电子生物显微镜,日本OLYMPUS公司;Y92-IIDN超声波细胞破碎仪,宁波新芝生物科技股份有限公司。

1.2 实验方法

1.2.1 乳酸菌分离纯化与鉴定

参考文献[17-19]进行菌种分离,将藏区采集的14份藏灵菇用筛网滤出,投入冷却的灭菌全脂乳,置于28 ℃培养24 h左右,至全脂乳凝固。继代培养后,取1 mL凝乳加入9 mL无菌生理盐水中,以10倍浓度梯度逐次稀释,取10-4、10-5、10-6浓度的100 μL稀释液进行MRS固体培养基涂布。37 ℃培养48 h后,进行平板划线,直到平板上为单菌落分布。挑取单菌落涂布于载玻片,进行革兰氏染色、镜检,观察记录纯化后的菌落形态。挑取单菌落至MRS液体培养基,37 ℃水浴摇床培养48 h,取1.5 mL培养液,按照细菌DNA提取试剂盒的操作步骤提取DNA。将剩余培养液封口,4 ℃保存备用。参考文献[8]的DNA提取物PCR扩增体系和操作步骤,进行PCR扩增,得到扩增产物。扩增产物送检华大基因,得到的测序结果在Gene Bank数据库中BLAST序列比对分析。

1.2.2 乳酸菌培养及胞外提取物的制备

根据文献[8],修改如下:按1%的比例将乳酸菌培养液接入MRS液体培养基,37℃培养24 h,混匀培养液,4 ℃、6 000 r/min离心15 min,倒掉上清液,加入PBS缓冲液(0.02 mol/L,pH=7.4),混匀,再以上述离心条件进行离心,倒掉上清液。此清洗步骤重复3次,得到菌体细胞。加入PBS缓冲液,充分混匀,调节菌液浓度为1.0×109CFU/mL(OD600=1.0)。将菌液分为2组,一组为完整细胞组,另一组进行超声破碎(变幅杆φ6,开1 s,关2 s,功率33%,时间15 min),4 ℃、10 000 r/min离心15 min,显微镜检查没有完整细胞,收集上清液作为无细胞提取物组。

1.2.3 乳酸菌对DPPH自由基清除能力的测定

参考文献[8]所述方法,将待测样品与DPPH自由基无水乙醇混合均匀,避光反应30 min,离心后取上清液,测定其在517 nm处的吸光度。VC具有抗氧化能力,且抗氧化能力随浓度增大而变强。以0~0.40 g/L不同质量浓度VC溶液作为阳性对照,测定DPPH自由基清除率,并转换为VC当量。

1.2.4 乳酸菌对超氧阴离子清除能力的测定

参考文献[9]所述方法,Tris-HCl中加入二乙三胺五乙酸、邻苯三酚和待测样品,25 ℃水浴反应10 min后测定在325 nm处的吸光度,以VC为阳性对照。

1.2.5 乳酸菌还原能力的测定

参考文献[10]所述方法,混匀待测样品、PBS缓冲溶液和铁氰化钾溶液,50 ℃反应后加入三氯乙酸,离心后取上清液,与蒸馏水、FeCl3溶液等体积混合,测定700 nm下的吸光值,以VC为阳性对照。

1.2.6 乳酸菌抗脂质过氧化能力的测定

参考文献[8]所述方法,将待测样品、PBS缓冲溶液、亚油酸乳化液和FeSO4溶液混合,37 ℃水浴反应1.5 h后,加入三氯乙酸溶液和硫代巴比妥酸溶液,100 ℃反应30 min后置于冰浴中,离心,收集上清液测其在532 nm处的吸光度,以VC为阳性对照。

1.2.7 发酵乳的4种抗氧化能力测定

选取抗氧化能力较强的8株乳酸菌,以及2种普通商用发酵剂(安琪发酵剂组记作A1,川秀发酵剂组记作A2),按照0.2%的比例接入灭菌乳(质量分数为10%,105 ℃灭菌15 min)中,37 ℃培养4 h左右,直到其pH=4.6,终止发酵。混匀酸乳,用灭菌超纯水将其稀释5、10、15倍3个浓度梯度,利用上述4种抗氧化能力测定方法测定。对照组A0灭菌乳中添加0.2%的超纯水,稀释倍数为5、10、15倍。

1.2.8 数据处理

用SPSS 24.0软件对数据进行单因素ANOVA检验,用Duncan多范围检验比较组内差异,用Origin pro 9.0作图。

2 结果与分析

2.1 乳酸菌的筛选鉴定

所有菌株的DNA PCR扩增产物经双向测序,获得的序列经SeqMan软件拼接后,通过BLAST在Gene Bank核酸序列数据库中比对同源性,同源率98%以上的为有效结果。结果表明,与Gene Bank数据库中已知菌株比较,80株菌中,59株有100%的同源性,14株有99.93%的同源性,4株有99.92%的同源性,99.79%,99.65%,99.86%同源性的菌株各有1株。总结80株乳酸菌的16S rDNA序列鉴定结果,如表1所示。菌株M22的菌落形态及革兰氏染色结果,如图1所示。

本研究从14份藏灵菇中分离纯化得到80株乳酸菌,共鉴定得到30株开菲尔乳杆菌(占总菌数37.5%),9株植物乳杆菌(占总菌数11.3%),7株保加利亚乳杆菌(占总菌数8.8%),3株干酪乳杆菌(占总菌数3.8%),5株假肠膜明串珠菌(占总菌数6.3%),26株耐久肠球菌(占总菌数32.3%)。开菲尔乳杆菌和耐久肠球菌是藏灵菇的主要乳酸菌。

A-菌落形态;B-革兰氏染色
图1 M22菌落形态及革兰氏染色结果(1 000×)
Fig.1 Colony morphology and gram staining results of M22

表1 80株菌16Sr DNA序列鉴定结果
Table 1 Identification of 80 strains by 16S rDNA sequences

中文名编号同源性/%菌株数总菌株数干酪乳杆菌M1-M310033M4、M6、M9-M121006植物乳杆菌M5、M899.9329M799.651M16-M191004保加利亚乳杆菌M13-M1499.9327M1599.791开菲尔乳杆菌M20- M21、M23、M25- M26、M28-M29、M31-M42、M44-M491002530M22、M27、M30、M4399.934M2499.861假肠膜明串珠菌M50、M52、M5410035M51、M5399.932M55- M63、M65- M7410019耐久肠球菌M64、M75- M7799.92426M78- M8099.933

2.2 乳酸菌抗氧化能力比较

2.2.1 选择菌株

所分离鉴定到的80株细菌中有49株乳酸菌可以在食品中使用,选用49株乳酸菌里在MRS液体培养基中生长较快的36株,将其编号为M1~M36。

2.2.2 乳酸菌DPPH自由基清除能力的测定

乳酸菌的DPPH自由基清除率如表2所示,36株乳酸菌中有16株乳酸菌的完整细胞组DPPH自由基清除率>15%,在16株菌中,有2株干酪乳杆菌,1株保加利亚乳杆菌,13株开菲尔乳杆菌。其中开菲尔乳杆菌抗氧化活性较高,M23、M33完整细胞的DPPH自由基清除能力较强,分别为32.95%、29.75%,开菲尔乳杆菌M30无细胞提取物清除率为22.39%,显著高于其他菌株(P<0.05)。在其他研究者的类似研究中也发现乳酸菌对DPPH自由基清除率高活性区间在18%~33%[8,10]

2.2.3 乳酸菌对超氧阴离子清除能力的测定

由表3可知,共有17株乳酸菌的完整细胞组对超氧阴离子的清除能力高于16%,其中有4株植物乳杆菌,6株保加利亚乳杆菌,7株开菲尔乳杆菌。开菲尔乳杆菌活力最强,完整细胞组菌株M31显著高于其他组,为43.21%,无细胞组菌株M22超氧阴离子清除率最高,为21.83%。36株乳酸菌的完整细胞组和无细胞组都有一定的超氧阴离子清除能力。

表2 乳酸菌对DPPH自由基的清除率
Table 2 DPPH free radical scavenging activity of lactic acid bacteria

乳酸菌编号完整细胞DPPH自由基清除率/%VC当量/(g·L-1)无细胞提取物DPPH自由基清除率/%VC当量/(g·L-1)M216.41±1.23def0.001~0.00259.39±0.69ijkl0.000 5M318.09±1.14d0.001~0.002 518.34±1.71bcd0.001~0.002 5M1316.56±1.89def0.001~0.002 513.54±0.58efg0.001~0.002 5M2217.42±1.71de0.001~0.002 511.06±1.84hi0.001~0.002 5M2332.96±2.26a0.002 5~0.00519.99±0.55b0.001~0.002 5M2416.41±1.52def0.001~0.002 511.35±0.69fghi0.001~0.002 5M2523.03±2.53c0.002 5~0.00511.54±0.59fghi0.001~0.002 5M2817.03±1.50def0.001~0.002 59.73±1.07ijk0.000 5M2916.92±1.74def0.001~0.002 511.17±1.29ghi0.001~0.002 5M3023.49±1.61c0.002 5~0.00522.39±1.21a0.0025~0.005M3124.13±0.90c0.002 5~0.00519.62±1.41bc0.001~0.002 5M3222.68±1.10c0.002 5~0.00518.31±1.58bcd0.001~0.002 5M3329.75±2.18b0.002 5~0.00516.78±1.08d0.001~0.002 5M3423.59±1.72c0.002 5~0.00512.92±0.88efgh0.001~0.002 5M3518.23±1.76d0.001~0.002 516.70±1.70d0.001~0.002 5M3622.98±2.11c0.002 5~0.00513.39±1.67efgh0.001~0.002 5

注:表中数据为36株菌中菌体细胞DPPH自由基清除率>15.00%的菌株,共16株。表中不同小写字母代表差异显著,P<0.05。下同。

表3 乳酸菌对超氧阴离子自由基的清除率
Table 3 Superoxide anion scavenging activity of lactic acid bacteria

乳酸菌编号完整细胞超氧阴离子自由基清除率/%VC当量/(g·L-1)无细胞提取物超氧阴离子自由基清除率/%VC当量/(g·L-1)M619.68±1.69cde0.05~0.1010.96±0.91lm0.05M721.72±0.88bc0.1012.41±1.57ijkl0.05~0.10M823.03±0.98b0.10~0.2011.81±1.01jklm0.05~0.10M1122.80±0.65b0.10~0.2012.36±0.76ijkl0.05~0.10M1421.49±0.58bc0.05~0.1019.78±2.06abc0.05~0.10M1516.66±1.02ghi0.05~0.108.02±0.72no0.025M1617.06±1.18fghi0.05~0.109.70±1.07mn0.025~0.05M1716.49±2.31ghi0.05~0.107.77±0.76no0~0.025M1817.99±1.28efgh0.05~0.1010.59±0.24lm0.025~0.05M1918.63±1.95defg0.05~0.1012.29±1.05jkl0.05~0.10M2020.43±0.95cd0.05~0.1020.62±2.32ab0.05~0.10M2218.94±1.78def0.05~0.1021.83±2.12a0.10M2416.27±1.52hi0.05~0.1015.25±0.73fgh0.05~0.10M2919.75±1.06cde0.05~0.1015.33±1.51fgh0.05~0.10M3144.49±1.44a0.20~0.3013.78±1.10ghij0.05~0.10M3216.20±0.70hi0.05~0.1014.73±1.31ghi0.05~0.10M3316.27±0.24hi0.05~0.1013.81±0.95ghij0.05~0.10

注:表中数据为36株菌中完整细胞超氧阴离子自由基清除率>16.00%的菌株,共17株。

2.2.4 乳酸菌还原能力的测定

如表4所示,有16株乳酸菌的完整细胞组还原能力高于30%,其中有1株干酪乳杆菌,3株植物乳杆菌,3株保加利亚乳杆菌,9株开菲尔乳杆菌。其中各类乳酸菌还原能力差别不明显,菌株M14,M35,M2的完整细胞组和无细胞组具有较高的还原力,显著高于其他菌株,其中保加利亚乳杆菌M14的完整细胞组和无细胞组具有最高的还原力,分别为67.82%和61.88%。

表4 乳酸菌的还原能力
Table 4 Reducing powder of lactic acid bacteria

乳酸菌编号完整细胞还原能力/%VC当量/(g·L-1)无细胞提取物还原能力/%VC当量/(g·L-1)M263.64±1.95b0.002 5~0.00546.10±3.90c0.0025~0.005M439.60±1.49f0.002 5~0.00521.78±1.49hi0.001~0.002 5M838.12±1.49fg0.002 515.35±1.71ki0.0005~0.001M1035.44±2.19g0.001~0.002 53.16±1.10c0~0.000 5M1467.82±2.97a0.00561.88±0.00a0.0025~0.005M1539.11±0.86f0.002 5~0.00533.17±0.86fg0.001~0.002 5M1840.10±0.86f0.002 5~0.00536.63±1.49e0.001~0.002 5M1932.18±1.49h0.001~0.002 534.16±3.09ef0.001~0.002 5M2043.07±0.86e0.002 5~0.00530.69±1.49g0.001~0.002 5M2453.16±2.19c0.002 5~0.00536.63±1.85e0.001~0.002 5M2523.72±1.11k0.001~0.002 58.33±1.11pqr0~0.000 5M2739.72±1.23f0.002 5~0.00517.02±2.13jk0.000 5~0.001M2848.23±1.23d0.002 5~0.00515.60±1.23ki0.000 5~0.001M2937.59±2.46fg0.001~0.002 519.15±2.13ij0.001~0.002 5M3349.36±2.22d0.002 5~0.00539.74±2.22d0.002 5~0.005M3564.10±2.22b0.002 5~0.00551.28±1.11b0.0025~0.005

注:表中数据为36株菌中完整细胞还原能力>30.00%的菌株,共16株。

2.2.5 乳酸菌抗脂质过氧化能力的测定

由表5可知,共有17株菌的完整细胞组抗脂质过氧化抑制率高于23%,其中有1株干酪乳杆菌,6株植物乳杆菌,10株开菲尔乳杆菌。开菲尔乳杆菌抗氧化活性最强,完整细胞组M22抗脂质过氧化能力最高,为45.97%,其余完整细胞组抗脂质过氧化能力相对较弱。无细胞组M30具有最高的抗脂质过氧化能力,为35.85%,菌株M22,M27,M35对抗脂质过氧化的抑制率也高于30%。

研究测定乳酸菌4种方法的抗氧化能力,结果显示,不同菌株的抗氧化能力有所差异,同一菌株4种方法下的抗氧化能力高低不一致。在表2~表5中,所测4种乳酸菌在4种测定方法下,开菲尔乳杆菌株数分布较均匀,菌株M23、M31、M14、M22分别在4个方面的抗氧化能力突出,故选择包括另外4株抗氧化能力较高的菌株M11、M2、M30、M35进行乳酸发酵,并测定4种方法的抗氧化活性。

2.3 发酵乳抗氧化能力比较

如图2~图5所示,乳酸菌的发酵乳对DPPH自由基的清除率M31组最高,对超氧阴离子自由基的清除率M31组最高,2种测定方法组内没有显著性差异。在发酵乳的还原力方面,M35、M14、M2组显著高于其他组;在抗脂质过氧化抑制率的方面,M30、M22显著高于其他组。在4个方面抗氧化能力的测定中,A0组都低于其他组,说明在发酵之后,牛奶的抗氧化活性提高,在4种方法的测定中,具有较高抗氧化能力的发酵乳对应的乳酸菌,同样具有对应测定方面的较高抗氧化活性。

表5 乳酸菌对抗脂质过氧化的抑制率
Table 5 Inhibitory rate of lactic acid bacteria on lip
peroxidation

乳酸菌编号完整细胞抗脂质过氧化抑制率/%VC当量/(g·L-1)无细胞提取物抗脂质过氧化抑制率/%VC当量/(g·L-1)M224.53±1.23fghi0.15~0.2017.69±1.48jk0.10~0.15M426.72±1.76ef0.15~0.2024.89±1.38fg0.15~0.20M523.93±1.23fghi0.15~0.2015.62±1.96kl0.10~0.15M631.04±2.15bc0.20~0.3013.67±0.33lm0.05~0.10M826.07±1.51efg0.15~0.2024.26±1.59g0.15~0.20M1024.20±1.40fghi0.15~0.202.13±0.81op0~0.05M1127.60±0.68de0.15~0.2029.98±1.71d0.20~0.30M2032.53±1.40b0.20~0.3021.80±1.26hi0.15~0.20M2132.74±1.32b0.20~0.3028.07±0.26de0.15~0.20M2245.97±1.57a0.30~0.4034.90±1.29ab0.20~0.30M2728.99±2.83cde0.20~0.3033.73±1.05ab0.20~0.30M2829.92±1.72bcd0.20~0.3027.55±1.49e0.15~0.20M3030.21±0.29bcd0.20~0.3035.85±0.81a0.20~0.30M3122.70±0.98hijk0.15~0.2013.30±2.33lm0.05~0.10M3228.23±1.32cde0.2027.01±1.22ef0.15~0.20M3424.64±1.40fgh0.15~0.2023.81±1.23gh0.15~0.20M3527.51±2.10de0.15~0.2032.57±0.71bc0.20~0.30

注:表中数据为36株菌中完整细胞抗脂质过氧化抑制率>23.00%的菌株,共17株。

图2 发酵乳的DPPH自由基清除率
Fig.2 DPPH free radical scavenging activity of fermented milk

图3 发酵乳对超氧阴离子自由基的清除率
Fig.3 Superoxide anion scavenging activity of fermented milk

图4 发酵乳的还原力
Fig.4 Reducing powder of fermented milk

图5 发酵乳对抗脂质过氧化的抑制率
Fig.5 Inhibitory rate of fermented milk on lip peroxidation

3 结论

本研究从14份藏灵菇样品中筛选出了80株乳酸菌,包括30株开菲尔乳杆菌、9株植物乳杆菌、7株保加利亚乳杆菌、3株干酪乳杆菌、5株假肠膜明串珠菌和26株耐久肠球菌。对其中36株乳酸菌进了4个方面的抗氧化活性的测定,结果显示,完整细胞组M23、M31、M14、M22,破碎细胞组M30、M22、M14、M30分别在DPPH自由基清除能力、对超氧阴离子清除能力、还原能力、抗脂质过氧化能力最高,分别为32.96%、44.49%、67.82%、45.97%和22.39%、21.83%、61.88%、35.85%。从36株菌中选用不同方面抗氧化能力较强的8株乳酸菌,进行酸奶发酵,并测定了发酵乳稀释5、10、15倍后的抗氧化能力,与未发酵乳、商用发酵剂的发酵乳对比,发现发酵乳抗氧化能力显著高于未发酵组,其中还原力和抗脂质过氧化抑制能力较高的菌株发酵乳抗氧化性显著高于商用发酵剂的发酵乳。最终确定菌株M30、M14具有最优的抗氧化能力,在乳酸发酵后使发酵乳具有较高抗氧化活性。

在筛选出的菌株中,耐久肠球菌、开菲尔乳杆菌为优势菌。假肠膜明串珠菌、耐久肠球菌在食品安全方面尚存在争议[20-21],在其他关于藏灵菇菌种分离鉴定的研究中也多有发现,可能是经人体进入了藏灵菇的菌系中。乳酸菌细胞的抗氧化活性与细胞中的抗氧化物质有关,这使得不同菌株细胞抗氧化能力不同。在测定了抗氧化能力的菌株中,开菲尔乳杆菌抗氧化活性最强,在完整细胞组和无细胞提取物组的最高抗氧化能力菌株中,菌株M14为保加利亚乳杆菌,其余4株菌都为开菲尔乳杆菌。开菲尔乳杆菌作为藏灵菇的优势菌并具有较高的抗氧化活性,在藏灵菇抗氧化等多种活性功能[22]中发挥作用。根据数据可知,同一菌株在4种方法下抗氧化能力高低并无相关性,则是由于不同条件下的抗氧化机理不同。细胞破碎后其抗氧化能力降低,是由于一部分抗氧化结构变性失去活力,但其还具备的活性是否与其细胞壁中的多糖成分有关,还有待进一步研究。经过发酵后酸乳较牛乳抗氧化活力得到极大提高,其原因在抗氧化菌株的增殖本身增加了抗氧化活性,其发酵过程中产生了代谢产物,如抗氧化肽。高抗氧化活力乳酸菌的筛选和抗氧化功能性酸乳的生产是酸乳市场细分的一个方向。

参考文献

[1] 郑荣梁.自由基生物学[M]. 北京:高等教育出版社,2007.

[2] 张雅楠,梁鹏,谢静仪,等. 天然食品抗氧化剂的研究进展[J]. 中国食品与营养,2019,25(1):68-72.

[3] 赵彤,钟宜科,荀一萍,等. 乳酸菌抗氧化性及其作用机制研究进展[J]. 中国食品添加剂,2018, 175(9):172-179.

[4] 李唤宇,高原,牟光庆,等. 乳酸菌抗氧化活性研究进展[J]. 食品研究与开发, 2019,40(7):194-202.

[5] 杨明阳,田建军,景智波,等. 乳酸菌抗氧化调控体系研究进展[J]. 食品科学,2018,39(15):300-305.

[6] 刘珊春,赵欣,骞宇,等.西藏羊八井地区牦牛酸乳中乳酸菌菌种鉴定[J]. 食品工业科技,2016,37(10):208-212.

[7] 陈芝兰,杨吉霞,李梦寒,等. 西藏地区传统发酵乳中乳酸菌多样性及微生物数量分析[J]. 食品科学,2013,34(17):140-145.

[8] 刘珊春.传统发酵乳中抗氧化乳酸菌的筛选与功能评价[D]. 重庆:西南大学,2016.

[9] 张江巍,曹郁生,李海星,等. 乳酸菌抗氧化活性及检测方法[J]. 中国乳品工业,2005,33(9):53-56.

[10] 杨静秋.抗氧化乳酸菌的筛选及其对氧化损伤的CT-26细胞的保护作用[D]. 无锡:江南大学,2009.

[11] 刘洋,郭宇星,潘道东. 4种乳酸菌体外抗氧化能力的比较研究[J]. 食品科学,2012,33(11):25-29.

[12] 顾品品,邢家溧,王刚,等. 几种体外评价乳酸菌无细胞提取物抗氧化活性方法的比较研究[J]. 食品工业科技,2015,36(23):84-88.

[13] LIN M Y,YEN C L. Antioxidative ability of lactic acid bacteria[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry,1999,47(4):1 460-1 466.

[14] KULLISAAR T,ZILMER M,MIKELSAAR M,et al. Two antioxidative Lactobacilli strains as promising probiotics[J]. International Journal of Food Microbiology,2002,72(3):215-224.

[15] LI S Y,ZHAO Y J,ZHANG L,et al. Antioxidant activity of Lactobacillus plantarum strains isolated from traditional Chinese fermented foods[J]. Food Chemistry,2012,135(3):1 914-1 919.

[16] 米兰,赵小元,张炎,等. 藏灵菇酸乳的抗氧化性研究[J]. 食品科技,2014,39(1):78-83.

[17] 张书文.抗氧化乳酸菌的筛选及其特性研究[D]. 呼和浩特:内蒙古农业大学,2009.

[18] 罗章,陈历水,陈力俊,等.藏灵菇乳中具有优良抗氧化活性乳酸菌的筛选鉴定[J]. 食品科学,2015,36(3):109-113.

[19] 陈孝勇,李键,赵欣,等. 传统发酵牦牛酸乳中益生性乳酸菌的体外筛选[J]. 食品与发酵工业,2016,42(4):85-90.

[20] 余荷.假肠膜明串珠菌致血流感染2例报告[J]. 山东医药,2015,55(40):72-73.

[21] 瞿介明,龚炜,周春妹. 肠球菌耐药性监测[J]. 中华医院感染学杂志,2000,10(5):327-329.

[22] 胡东良.乳酸菌的抗肿瘤、抗变异原及免疫增强作用[J]. 中国乳品工业,1997,25(6):11-14.

Lactic acid bacteria with high antioxidant capacity from Tibetan kefir

XIAO Yu1, LI Jian2, ZHOU Yue1, MING Yulian1, ZHOU Fang1, LIU Shijian1, SUO Huayi1*

1 (College of Food Science, Southwest University, Chongqing 400715, China) 2 (College of Life Science and Technology, Southwest Minzu University, Chengdu 610041, China)

Abstract Tibetan kefir is rich in lactic acid bacteria, and its fermented milk has high antioxidant capacity. In order to obtain high antioxidant strains, 80 strains of lactobacillus were isolated from 14 samples of Tibetan kefir, including 30 strains of Lactobacillus kefir, 9 strains of Lactobacillus plantarum, 7 strains of Lactobacillus bulgaricus, 3 strains of Lactobacillus casei, 5 strains of Leuconostoc pseudoenterica and 26 strains of Enterococcus durans. Lactobacillus kefir and Enterococcus durans are dominant strains. 36 strains of lactic acid bacteria were evaluated based on their scavenging capacity of DPPH free radicals, superoxide anions, reducing capacity and anti-lipid peroxidation ability. Among them, M23, M31, M14, M22 in intact cell group and M30, M22, and M14 in broken cell group had higher antioxidant activity. These strains were used to ferment milk and the intact cell group exhibited higher antioxidant ability.

Key words Tibetan kefir; isolation and identification; antioxidant; lactic acid bacteria; fermented milk

DOI:10.13995/j.cnki.11-1802/ts.021685

第一作者:本科生(索化夷副教授为通讯作者,E-mail:birget@swu.edu.cn)。

基金项目:国家重点研发计划项目(2018YFD0502404)

收稿日期:2019-07-16,改回日期:2019-08-25