大豆栽培方式多种多样，东北和黄淮地区多实行单作、部分间作；而南方地区主要以套作为主。套作是为充分利用不同作物间的互补关系，人为调节各类作物的不同组合，搭配成多作物、多层次、多功能的作物复合群体结构的一种栽培方式[1]，使之具有良好的通风透光条件和抗逆性。套作大豆优势突出，具有可观的经济和生态效益，蛋白质含量高[2]，可满足人们对优质蛋白的需求。
大豆分离蛋白(soybean protein isolate,SPI)是一种重要的植物蛋白，主要由大豆球蛋白(11S)和β-伴大豆球蛋白(7S)组成，蛋白质含量在90%以上[3]，含多种必需氨基酸及丰富的不饱和脂肪酸、钙、磷、铁和膳食纤维等。SPI有溶解性、凝胶性、乳化性和起泡性等多种加工特性，在食品生产中广泛使用。然而，由于高温、pH等因素的影响，SPI的应用受到了一定的阻碍。
蛋白质改性方法主要有物理方法、化学方法和生物酶法[4]。化学改性包括糖基化、酰化和磷酸化等方法，通过改变蛋白质的结构来改善其功能特性，反应简单、效果明显且应用广泛。糖基化是将糖链以共价键的形式与蛋白质分子上的α-或ε-氨基相连接而形成糖蛋白，属于美拉德反应的第一步[5]。此反应无需添加任何催化剂，仅加热即可自发进行，分为干热法和湿热法。研究表明，糖基化后的大豆蛋白具有优良的乳化能力，且溶解性、胶凝性、热稳定性和抗氧化性等均有不同程度的提高[6]。AN等[7]进行了卵清蛋白与羧甲基纤维素的糖基化研究，发现随着接枝度的增大，糖基化产物的乳化性能显著增强；同时，随着反应时间的延长，接枝物的起泡性下降而泡沫稳定性却显著提高。
本实验分别从套作大豆和净作大豆中提取SPI，与大豆低聚糖混合，通过干法糖基化制备糖基化产物，测定其在不同pH条件下的溶解性和乳化性，比较分析套作大豆和净作大豆蛋白产品在食品加工性质方面的差异。
1 材料与方法
1.1 材料与仪器
南豆12套作大豆、南豆12净作大豆，四川省作物带状复合种植研究工程中心；大豆低聚糖(纯度99%，水苏糖∶蔗糖∶毛蕊花糖∶棉子糖=25∶10∶8∶7)，浙江一诺生物科技有限公司；其余试剂均为分析纯，成都市科龙化工有限公司。
DYY-6D电泳仪，北京六一仪器厂；JY04S-3C凝胶成像仪，北京君意东方电泳设备有限公司；NicoletIS10傅里叶变换红外光谱仪、Varioskan Flash荧光酶标仪，北京朗铎科技有限公司。
1.2 实验方法
1.2.1 SPI的提取
参考赵晓园[8]所述的方法。采用粉碎机将大豆粉碎，过60目筛，得大豆粉，备用。向烧杯中加入一定量的大豆粉，按照正己烷∶大豆粉=3∶1(mL∶g)加入正己烷，迅速混匀，封口。置于恒温水浴锅(30 ℃)中反应20 min，待反应结束后，将反应液真空抽滤，脱溶，重复脱脂3次。滤饼放入恒温干燥箱(25 ℃)中，6 h后取出。
采用碱溶酸沉法提取SPI。准确称取一定量的脱脂豆粉于烧杯中，按照m(脱脂豆粉)∶V(超纯水)=1∶15加入超纯水，充分搅拌混匀。用1 mol/L NaOH溶液调节pH至7.8～8.0，搅拌2 h，8 000 r/min离心15 min，取上清液用1 mol/L HCl调节pH至4.6，静置30 min，8 000 r/min离心15 min，保留沉淀，水洗2～3次后加入少量超纯水搅拌混匀，调节pH至7.0，将浆液冷冻干燥得到SPI。
1.2.2 SPI/大豆低聚糖糖基化产物的制备
将SPI与大豆低聚糖分别以质量比3∶1、2∶1、1∶1、1∶2、1∶3溶于超纯水，蛋白质质量浓度为60 mg/mL，磁力搅拌1 h混合均匀，冷冻干燥后置于4 ℃冰箱中冷藏备用。取一定量的混合粉末于称量皿中，将其放入干燥器内(底部盛装饱和KBr溶液以保持相对湿度79%)，恒温60 ℃下分别反应2、4、6、8和10 h，制得不同比例以及不同反应时间的糖基化产物。
1.2.3 糖基化产物的鉴定
1.2.3.1 接枝度的测定
采用邻苯二甲醛(O-phthalaldehyae,OPA)试剂法[9]测定接枝度。试剂1：准确称取80 mg OPA溶解于2 mL甲醇；试剂2：将50 mL 0.1 mol/L的四硼酸钠溶液、5 mL质量浓度200 mg/mL的SDS和200 μL的β-巯基乙醇混合。试剂1和试剂2充分混匀后定容至100 mL，配成OPA试剂(棕色瓶避光保存)。取2 mg/mL的蛋白样液200 μL于4 mL OPA试剂中，充分振荡混匀，35 ℃下反应2 min，以OPA试剂加入200 μL水为空白，340 nm测定其吸光度，接枝度按照公式(1)进行计算。
(1)
式中：AC，物理混合物的吸光度；AS，糖基化产物的吸光度。
1.2.3.2 十二烷基苯磺酸钠-聚丙烯酰胺凝胶电泳(sodium dodecyl sulfate-polyacrylamide gel electrophoresis,SDS-PAGE)分析
配制5 g/L蛋白溶液，与样品缓冲液以体积比1∶1混合均匀，沸水浴中煮沸5 min，8 000 r/min离心10 min，取上清液进样。制备分离胶浓度为10%，浓缩胶为4%的电泳胶片，在孔径中分别加入标准蛋白(相对分子质量11.0～245.0 kDa)5 L，样品液10 L，保持电压为120 V，进行电泳。电泳结束后将胶片放入考马斯亮蓝染色液中染色30 min，于脱色液中脱色，直至条带清晰，浸泡于体积分数7%乙酸脱色液中保存。
1.2.3.3 红外光谱(fourier transform infrared spectroscopy,FTIR)分析
参考SANG等[10]所描述的方法。将2 mg待测蛋白样品与200 mg KBr在玛瑙研钵中研磨成粉，使用压片机将混合物压成透明薄片。测量波数为400～4 000 cm-1，扫描分辨率为2 cm-1，扫描32次。
1.2.4 糖基化产物溶解性和乳化性的测定
1.2.4.1 溶解性的测定
采用考马斯亮蓝G250染色法[11]测定。取6支试管，配制0～100 μg/mL的牛血清白蛋白稀释溶液，分别取各浓度的稀释液1 mL加入5 mL考马斯亮蓝G250溶液，振荡混匀，静置2 min，595 nm波长下测定吸光度，绘制标准曲线。
将样品溶于pH值分别为3.0、4.0、5.0、6.0、7.0、8.0、9.0的磷酸盐缓冲液中，充分搅拌溶解。8 000 r/min离心15 min，取0.1 mL上清液稀释10倍，加入5 mL考马斯亮蓝G250溶液，振荡混匀，静置2 min。以考马斯亮蓝G250溶液作为空白，595 nm波长处测定吸光度，根据标准曲线计算溶液中蛋白质溶解度。
1.2.4.2 乳化活性(emulsifying activity,EA)与乳化稳定性(emulsion stability,ES)的测定
参考王松等[12]的方法。将样品溶于pH 7.0的磷酸盐缓冲液(0.2 mol/L)中，使样品液质量浓度为1 mg/mL，将40 mL样品溶液和10 mL大豆油放入100 mL烧杯中用均质机高速匀浆1 min，分别于0 min和10 min从底部吸取50 μL样液到5 mL 0.1% SDS溶液中，振荡混匀后在500 nm波长处测定吸光度，记作A0和A10。以0.1% SDS溶液作为空白对照。乳化活性(m2/g)用公式(2)进行计算，乳化稳定性(min)用公式(3)进行计算。
(2)
(3)
式中：F,稀释度，100;C,样品液浓度；φ,油相所占体积比。
1.3 数据统计分析
所有实验重复3次，采用Excel 2013对数据进行处理；采用IBM SPSS Statistics 22进行方差分析(P<0.05)，采用Origin Pro 8.5绘图。
2 结果与分析
2.1 糖基化产物的鉴定
2.1.1 接枝度的测定
糖基化使蛋白质的氨基与糖类还原端羰基接枝，体系中自由氨基的含量相应减少。如图1-a所示，随时间的延长，套作SPI与低聚糖的接枝度总体呈现先上升后下降的趋势，蛋糖比1∶1,反应物在4 h接枝度最高，达45.07%，其余比例反应物均在6 h达到峰值，接枝度依次为51.33%、65.58%、70.83%和73.81%，不同蛋糖比及反应时间的产物接枝度差异显著(P<0.05)。反应开始，蛋白质分子受热，内部结构逐渐舒展，氨基基团暴露，蛋白质分子与糖分子进行共价结合，接枝度提高。随反应时间的延长，反应物逐渐消耗，由于蛋白质分子间的相互作用，自由氨基含量降低，同时接枝后的蛋白质空间位阻增大[13-14]，导致其接枝度进一步下降。1∶3和3∶1反应物的接枝度最高，可能是由于体系中蛋白质分子或糖分子相对较多时，所能提供的反应位点更多，分子间碰撞结合的几率增加[15]，促进反应的发生。
如图1-b所示，蛋糖比1∶3时，净作SPI与低聚糖的接枝度随时间的增加显著升高(P<0.05)，10 h时接枝度达71.11%；其余比例接枝度均先升后降，在6 h或8 h时达到最高。蛋糖比1∶1的接枝度最高达51.34%，而1∶2、2∶1和3∶1比例的最高接枝度分别为37.98%、29.63%和36.59%。蛋糖比1∶3时，体系中糖分子较多，可有更多的羰基与蛋白质的氨基进行共价结合[16]，更利于反应的发生。
相同反应条件下，套作SPI与净作SPI糖基化产物的接枝程度和趋势不尽相同，套作SPI糖基化的接枝度整体较净作高，这是由于套作大豆中赖氨酸含量高于净作大豆[17]，而赖氨酸中的自由氨基更易发生美拉德反应[18]，从而导致其反应的程度不同。
a-套作SPI;b-净作SPI
图1 不同蛋糖比以及反应时间对接枝度的影响
Fig.1 Effect of SPI to soybean oligosaccharides ratios and reaction time on degree of glycosylation
注：不同小写字母表示存在显著性差异，P<0.05
2.1.2 SDS-PAGE分析
如图2-A所示，糖基化反应4～10 h的电泳条带中，7S各亚基特征条带和11S酸性亚基的特征条带都较SPI有些许上移。糖基化后的蛋白质分子量增大，迁移速率变慢，条带呈现滞后现象，由此可见，糖基化反应在SPI的7S和11S球蛋白部分均有发生。4和6 h的电泳条带颜色明显减弱，表明糖基化反应较为充分，大多数蛋白质与低聚糖发生了结合。考马斯亮蓝染液通常在酸性条件下以静电结合的方式与蛋白质分子上的自由氨基和巯基等活性基团作用而显示蓝色[19]，接枝后，自由氨基减少，故染色剂与蛋白分子结合减弱，染色变浅。此外，在8和10 h的泳道顶端均有分子量约为135和245 kDa的新增条带出现。这是由于蛋白质分子间的交联形成了异肽键或二硫键[20]，这些大分子物质在分离胶顶端积累，随反应时间的增加而颜色变深。
如图2-B所示，套作SPI与净作SPI的电泳条带无明显差异，蛋糖比3∶1下反应6 h后，净作大豆的条带上移趋势明显，且条带颜色较浅。净作大豆中第一限制性氨基酸(甲硫氨酸和半胱氨酸)与赖氨酸含量均低于套作大豆[17]，反应中这些氨基酸所特有的活性基团进一步消耗，从而使得其产物条带颜色相对较浅。
A-套作SPI在3∶1比例下的糖基化产物;B-2种SPI的糖基化产物
图2 糖基化产物电泳图
Fig.2 SDS-PAGE of the glycosylated products
2.1.3 FTIR分析
红外光谱可用于分析物质的化学组成和蛋白质的二级结构等。糖基化会使蛋白质的某些功能性基团消失或者出现新的基团[21]，红外光谱图上可清晰地观察到特定基团光谱强度及位置的变化。
如图3-a所示，在3 700～3 200 cm-1处，糖基化产物的峰宽和光谱强度与SPI相比均增大，这是由于低聚糖糖链上存在多个羟基，糖基化使得肽链接入糖链，增加了羟基的数量，O—H的伸缩振动和N—H的弯曲振动引起光谱图的变化[22]。此外，在3 000～2 800 cm-1糖基化产物的光谱强度进一步增大，说明蛋白质与低聚糖分子共价结合引起C—H伸缩振动[23]。
如图3-b所示，在3 700～3 200 cm-1，糖基化产物的光谱强度与SPI相比均增大，说明糖基化使肽链接入了糖链。在3 000～2 800 cm-1，2种糖基化产物的光谱强度均增强，净作SPI及其糖基化产物的峰值均较套作大豆低。蛋白质酰胺I区和酰胺II区，2种糖基化产物吸收增强，这是由于糖基化反应中，Amadori化合物、Schiff碱和吡嗪类物质增加，C
O和C—N的伸缩振动及N—H的弯曲振动引起光谱强度的改变[24]。同时，此波数段内净作SPI的光谱强度较低，其糖基化产物的光谱强度却较高。在1 180～953 cm-1，净作SPI光谱强度较高，其糖基化产物的光谱强度却较低。由此可见，套作SPI与净作SPI及其糖基化产物的二级结构均存在一定差异。
a-套作SPI;b-两种SPI
图3 糖基化产物红外光谱图
Fig.3 FTIR spectra of the glycosylated products
2.2 糖基化产物溶解性与乳化性研究
2.2.1 溶解性
蛋白质与多糖通过糖基化形成共价复合物，多羟基的亲水性使蛋白质分子溶解性显著提高，次级键形成的弱复合物也有利于蛋白质的溶解。图4-a中，糖基化产物与SPI相比，其溶解度在等电点(pH 4.6)处略有不同，在pH 3～4和pH 6～9出现显著性差异(P<0.05)。蛋糖比3∶1反应6 h的产物溶解度在pH 8.0时达最高96.74%，是同pH条件下SPI的1.77倍；蛋糖比1∶2和1∶3反应6 h后溶解度显著下降(P<0.05)，尤其是蛋糖比1∶3的产物在pH 3.0和pH 6.0时溶解度分别下降48.39%和49.19%，其余pH条件下下降约20%～30%。等电点处溶解度的改变是由于糖基化导致羰基与游离氨基发生共价交联，SPI所带正电荷减少，负电荷含量相对增加[24]。多糖链的亲水性羟基引入蛋白质，增加了蛋白质分子与水的亲和力，也增大了蛋白质分子的空间位阻，阻止分子间聚集[25]，溶解度得以改善。蛋糖比1∶2和1∶3的产物溶解度整体较SPI低，而蛋糖比1∶1、2∶1和3∶1的产物溶解度整体较高。体系中糖分子较多时，糖基化反应速率加快，生成不溶性副产物[26]，且干热条件下球蛋白舒展，疏水基团暴露，蛋白质之间发生聚合，形成不溶性的黏稠分散体系，导致溶解度下降。
如图4-b所示，不同反应时间的糖基化产物之间的溶解度差异较小，但与SPI相比，pH 3～4和pH 6～9其溶解度均显著提高(P<0.05)。反应6 h的产物溶解度在pH 8.0时达到最高，pH 8.0时反应10 h的产物溶解度最低，与接枝度的结果一致。反应6 h的产物接枝度最高，其溶解度显著提高，而反应进行至10 h时，溶解度降低。
图4-c中，套作SPI及其糖基化产物均比净作SPI及其糖基化产物溶解度高，且套作SPI糖基化产物的溶解度在pH 3～9显著得以改善(P<0.05)，尤其在pH 7.0时较SPI增加1.12倍。与套作SPI相比，净作SPI糖基化产物溶解度在pH 5～9显著下降(P<0.05)，尤其在pH 6.0时降低69.49%。溶解度存在差异一方面与接枝度有关，接枝引入糖链的亲水羟基基团可增大SPI接枝物结合水的能力，套作SPI接枝度高于净作SPI，因此套作SPI的溶解度高于净作SPI；另一方面，套作SPI 11S/7S的值高于净作大豆[27]，而调节11S和7S的比例可改善蛋白的加工适应性。
a-套作SPI;b-套作SPI在3∶1比例下反应;c-2种SPI
图4 糖基化产物在不同pH下的溶解性
Fig.4 Solubility of glycosylated products at different pH
注：不同小写字母表示存在显著性差异，P<0.05
2.2.2 EA与ES的变化
如图5-a所示，蛋糖比1∶2和1∶3的糖基化产物的EA与ES有显著性变化(P<0.05)，其余蛋糖比差异较小。1∶2的糖基化产物EA为3.746 m2/g，较SPI降低29.89%，ES为21.481 min，较SPI增大35.72%；蛋糖比1∶3的糖基化产物EA为8.536 m2/g，较SPI增大59.76%，ES为13.021 min，较SPI降低17.73%。只有比例适当的反应物才可得到具有理想乳化性的糖基化产物[27]。
如图5-b所示，随着反应时间的延长，糖基化产物的EA与ES均先升后降，反应6 h的糖基化产物EA最高(P<0.05)，较SPI增大14.94%；反应4 h的糖基化产物ES最高(P<0.05)，较SPI增大10.31%。接枝反应开始，蛋白质结构逐渐展开，球状分子伸展暴露疏水基团，界面张力降低，使得溶液的乳化性逐渐提高。糖基化增加分子的空间位阻，油水界面的混合保护膜不断增厚，可阻止油滴的聚集[28]。随着时间的延长，一方面蛋白质分子中赖氨酸被破坏[29]，另一方面蛋白质间的相互作用增加，导致溶解度下降，从而引起乳化性的降低。
如图5-c所示，套作SPI及其糖基化产物的EA均显著高于净作SPI及其糖基化产物(P<0.05)，ES高于净作SPI而低于其糖基化蛋白，差异显著(P<0.05)。净作大豆糖基化蛋白EA较SPI降低4.50%，而ES却增加2.47倍，显著提高(P<0.05)。蛋白结构舒展，大量的疏水基团暴露，更易吸附于油水界面，从而提高SPI的乳化性质[30]。套作SPI与净作SPI的乳化性质存在差异，可能与其分子结构有一定的关系。
a-套作SPI;b-套作SPI在3∶1比例下反应;c-2种SPI
图5 糖基化产物的乳化性
Fig.5 Emulsifying properties of glycosylation products
注：图中不同小写字母表示EA存在显著性差异，不同大写字母表示ES存在显著性差异(P<0.05)
3 结论
本实验通过干热法制备套作SPI/大豆低聚糖糖基化产物，以净作SPI作为对照，采用OPA试剂法、SDS-PAGE和FTIR分析对糖基化反应的发生进行鉴定，同时也对糖基化产物的溶解性和乳化性进行测定。结果表明，糖基化在一定程度上可改善蛋白质的溶解性和乳化性，套作SPI糖基化产物的接枝度及加工特性均优于净作大豆且反应物之间的配比对糖基化产物性质的影响更大。因此，通过套作的种植方式以及对糖基化反应的控制，可实现具有较高溶解性和乳化性能的SPI/大豆低聚糖糖基化产物的制备，为SPI在食品加工中的应用提供理论基础。
[1] 陈圣伦.玉/豆套作模式的群体配置技术及其对大豆的效应研究[D].雅安:四川农业大学,2008.
[2] 杨文钰,雍太文,任万军,等.发展套作大豆,振兴大豆产业[J].大豆科学,2008,27(1):1-7.
[3] 涂宗财,段邓乐,王辉,等.微波处理对固相合成大豆分离蛋白-乳糖糖基化接枝物的影响[J].食品科学,2015,36(13):32-36.
[4] 杨光胜,陈复生,张丽芬,等.大豆蛋白改性技术研究进展[J].粮食与油脂,2013,26(11):1-3.
[5] ZHANG Q,LI L,LAN Q,et al.Protein glycosylation:a promising way to modify the functional properties and extend the application in food system [J].Critical Reviews in Food Science and Nutrition,2018,59(15):2 506-2 533.
[6] 宋春丽,赵新淮.食品蛋白质的糖基化反应:美拉德反应或转谷氨酰胺酶途径[J].食品科学,2013,34(9):369-374.
[7] AN Y,CUI B,WANG Y,et al.Functional properties of ovalbumin glycosylated with carboxymethyl cellulose of different substitution degree [J].Food Hydrocolloids,2014,40:1-8.
[8] 赵晓园.大豆脂肪氧化酶活性影响因素研究及其应用[D].合肥:合肥工业大学,2007.
[9] 杜昱蒙,陈振家,施小迪,等.葡萄糖糖基化大豆分离蛋白的凝胶抗冻性研究[J].中国粮油学报,2016,31(10):45-49；55.
[10] SANG L,ZHOU X,YUN F,et al.Enzymatic synthesis of chitosan-gelatin antimicrobial copolymer and its characterization [J].Journal of the Science of Food and Agriculture,2010,90(1):58-64.
[11] 杜艳丽,黄国清,张彤,等.减压等离子体处理对大豆分离蛋白功能性质的影响[J].食品科学,2017,38(23):20-25.
[12] 王松,夏秀芳,黄莉,等.湿法糖基化改性对大豆分离蛋白功能性质的影响[J].食品科学,2014,35(9):38-42.
[13] 穆利霞.大豆蛋白-糖接枝改性及其结构与功能特性研究[D].广州:华南理工大学,2010.
[14] QIU Chaoying,WANG Yong,TENG Yinglai,et al.Influence of glycosylation of deamidated wheat gliadin on its interaction mechanism with resveratrol [J].Food Chemistry,2017,221:431-438.
[15] 管军军,裘爱泳,刘晓亚,等.微波辐射大豆分离蛋白-糖接枝反应条件的研究[J].食品与生物技术学报,2005,24(5):16-20.
[16] MAO L,PAN Q,HOU Z,et al.Development of soy protein isolate-carrageenan conjugates through Maillard reaction for the microencapsulation of Bifidobacterium longum [J].Food Hydrocolloids,2018,84:489-497.
[17] 蒋涛,杨文钰,刘卫国,等.套作大豆贮藏蛋白、氨基酸组成分析及营养评价[J].食品科学,2012,33(21):275-279.
[18] LIU Y,ZHAO G,ZHAO M,et al.Improvement of functional properties of peanut protein isolate by conjugation with dextran through Maillard reaction [J].Food Chemistry,2012,131(3):901-906.
[19] 何婉莺,李小燕,孙小雯,等.葡聚糖-大豆分离蛋白耦联接枝工艺优化及接枝产物理化特性研究[J].食品工业科技,2018,39(4):54-59.
[20] 齐军茹,杨晓泉,彭志英.利用Maillard反应制备大豆蛋白-葡聚糖共价复合物[J].无锡轻工大学学报,2004,23(5):21-25.
[21] MARTINS J T,CERQUEIRA M A,BOURBON A I,et al.Synergistic effects between κ-carrageenan and locust bean gum on physicochemical properties of edible films made thereof [J].Food Hydrocolloids,2012,29(2):280-289.
[22] PIRESTANI S,NASIRPOUR A,KERAMAT J,et al.Structural properties of canola protein isolate-gum Arabic Maillard conjugate in an aqueous model system [J].Food Hydrocolloids,2018,79:228-234.
[23] ZHANG X,GAO H,WANG C,et al.Characterization and comparison of the structure and antioxidant activity of glycosylated whey peptides from two pathways [J].Food Chemistry,2018,257:279-288.
[24] 许彩虹,王金梅,杨晓泉,等.糖基化方法对于大豆7S球蛋白糖基化产物构象及功能特性的影响[J].食品工业科技,2018,39(3):52-55；60.
[25] WANG X,ZHENG X,LIU X,et al.Preparation of glycosylated zein and retarding effect on lipid oxidation of ground pork [J].Food Chemistry,2017,227:335-341.
[26] 夏秀芳,洪岩,郑环宇,等.湿法糖基化改性对大豆分离蛋白溶解性和乳化能力的影响[J].中国食品学报,2016,16(1):167-172.
[27] 蒋涛.套作对大豆品质的影响及差异蛋白组学分析[D].雅安:四川农业大学,2013.
[28] 许彩虹,王金梅,姚玉静,等.食品中蛋白质糖基化接枝的研究进展[J].现代食品科技,2017,33(8):306-312；261.
[29] 王鲁慧,肖军霞,徐同成,等.湿热条件下大豆分离蛋白与葡萄糖、麦芽糖的美拉德反应[J].食品科学,2018,39(16):19-26.
[30] 张蓓,郭晓娜,朱科学,等.燕麦蛋白糖基化改性研究[J].中国粮油学报,2016,31(6):41-46.