环糊精葡萄糖基转移酶(cyclodextrin glycosyltransferase, CGTase)是一种多功能型酶，能催化4种不同的反应：3种转糖基反应(歧化反应、环化反应和偶合反应)和水解反应。现阶段，歧化、偶合反应主要用于制备甜菊糖苷[1]、葡萄糖苷[2]、L-抗坏血酸[3]，环化活力主要应用于生产环糊精(cyclodextrin, CD)。根据反应初期产物中主要CD的类型[4]，将CGTase分为α-CGTase、β-CGTase、γ-CGTase。由于γ-CGTase的主产物γ-CD存在分子空腔大、溶解性好及安全性高的独特优势，以及在小肠中γ-CD可被淀粉酶作用后降解吸收而α-CD、β-CD不能被降解[5]，使得γ-CD在医药、食品、材料、环境、化妆品等领域有着特殊应用[6-9]。因此，γ-CGTase作为γ-CD生产中的关键酶制剂，对其进行筛选、改造及其生产γ-CD工艺条件的优化一直是研究热点。
γ-CGTase作用淀粉或其衍生物的产物为α-CD、β-CD、γ-CD的混合物，只在特定反应阶段中单一CD含量较高。目前已报道的γ-CGTase共有8种，来源于Bacillus sp. G-825-6[10]的γ-CGTase产物中γ-CD占总CD比例高且不产生α-CD，但淀粉转化率极低；来源于Bacillus clarkii 7364[11]的γ-CGTase产物中γ-CD比例高，但体系中存在的α-CD因溶解度高给γ-CD实际纯化带来不便。为此，国内外研究者在改变产物特异性方面进行了相关研究。王磊[12]在来源于Bacillus clarkii 7364的γ-CGTase作用淀粉反应体系中，加入5%(m/V)环十二酮来提高γ-CD产率；王宁[13]也利用同样的γ-CGTase，在反应体系中添加2%(m/V)甘草酸改变γ-CGTase产物比例；李林林[14]以Bacillus sp. G-825-6 γ-CGTase为基础，通过将211位酪氨酸突变为亮氨酸来改变产物特异性，产物专一性提高了40.94%。
总体而言，国内外现有的γ-CGTase菌株较少，且γ-CGTase产物特异性较差。为此，本研究将γ-CGTase共有保守区域及特有氨基酸作为判断指标，在美国国家生物信息中心(National Center for Biotechnology Information, NCBI)数据库中，通过序列比对及生物信息学分析，筛选出一种新型基因，并将其克隆表达后得到γ-CGTase；通过反应时间、淀粉质量浓度及乙醇浓度来改变γ-CGTase产物特异性，以期提供一种新型γ-CGTase以及为改变γ-CGTase产物特异性提供基础。
1 材料与方法
1.1 实验材料
1.1.1 实验试剂
α-CD、β-CD、γ-CD,上海阿拉丁生化科技股份有限公司；可溶性淀粉，国药集团化学试剂有限公司；溴甲酚绿，上海麦克林生化科技有限公司；BCA试剂盒，上海碧云天生物技术有限公司；蛋白上样缓冲液，上海生工生物工程股份有限公司；预染蛋白分子量标准，南京生兴生物技术有限公司；乙腈，美国TEDIA有限公司。化学试剂均为分析纯，国药集团化学试剂有限公司。
1.1.2 仪器与设备
蛋白电泳系统、凝胶成像系统，中国天能有限公司；超声波清洗器，上海声谱超声设备厂；高速冷冻离心机5804R，艾本德国贸易有限公司；酶标仪，美国Molecular Devices公司；超声波细胞破碎仪，宁波新芝生物科技股份有限公司；pH计，Mettler Toledo公司；电子天平，Mettler Toledo公司；高效液相色谱，日本岛津公司；Milli-Q-超纯水制备仪，默克有限公司；超高效液相色谱-质谱联用，美国waters公司。
1.2 实验方法
1.2.1 基因挖掘及序列分析
在NCBI数据库中，以目前报道的γ-CGTase为模板，进行序列相似性比较，选择比对结果中相似度在30% ～ 90%的序列进一步分析。以6个保守区域、3个关键氨基酸为CGTase的基本判断指标，-3亚位点47位氨基酸Thr、-3亚位点序列HP_G(E)GF_、-7亚位点 (145-152) D-----I区域为γ-CGTase特征鉴定依据，最终筛选得到来自于Bacillus sp. FJAT-44876的一段基因序列。利用MEGA6软件的Muscle模式和现有α-、β-、γ-CGTase进行序列比对，并绘制γ-CGTase保守区域及关键序列比对图。
1.2.2 酶的克隆表达
在北京华大基因公司合成来自于Bacillus sp. FJAT-44876的基因序列(NCBI登录号：WP 096185680)，以pET-15b为载体，转至E. coli BL21(DE3)进行表达。将E. coli BL21(DE3)置于含100 μg/mL氨苄青霉素的LB肉汤培养基中，在37 ℃、200 r/min条件下摇床培养直至OD600达到0.4～0.6。随后，加入终浓度为40 μmol/L的IPTG进行诱导表达，于18 ℃、160 r/min条件下培养24 h。在4 ℃、10 000 r/min的条件下离心8 min获得菌体，随后用20 mmol/L Tris-HCl (250 mmol/L NaCl, pH 7.5)溶液洗涤2次并采用上述条件离心。将离心后的菌体置于冰水混合物中超声破碎20 min，最终4 ℃、10 000 r/min的条件下离心30 min获得粗酶液。
1.2.3 酶的分离纯化
首先利用去离子水和20 mmol/L Tris-HCl (250 mmol/L NaCl, pH 7.5)对镍亲和凝胶进行清洗和平衡，上样粗酶液，重力流穿后再依次利用含不同摩尔浓度咪唑溶液的20 mmol/L Tris-HCl (250 mmol/L NaCl, pH 7.5)进行洗脱，并收集洗脱液，最后对镍亲和凝胶进行平衡及保存，以上操作均在冰水浴条件下进行。随后采用聚丙烯酰胺凝胶电泳(SDS-PAGE)测定酶分子量和Bradford法测定酶浓度。
1.2.4 酶活力测定方法
参考FUWA [15]溴甲酚绿 (BCG)法并稍作改进，对上述步骤制得CGTase的环化活力进行测定。将900 μL 15 mg/mL可溶性淀粉和100 μL CGTase在50 ℃、pH 10.0条件下保温10 min，沸水浴10 min灭酶，再向上述体系中加入50 μL 1 mol/L HCl，100 μL 5 mol/L BCG以及2 mL 0.2 mol/L柠檬酸缓冲液 (pH 4.2)，将反应混合物在室温下放置20 min后于630 nm处测定吸光值，其中空白不添加酶液。
酶活力单位定义为：每分钟生成1 mg γ-CD所需加酶量为1个酶活力单位 (U)。
1.2.5 γ-CGTase最适温度测定
将900 μL 15 mg/mL可溶性淀粉和100 μL (0.09 U) γ-CGTase混合，分别将反应温度设置在30～70 ℃范围内，间隔10 ℃，在pH 10.0条件下保温10 min，沸水浴10 min灭酶，测定不同温度下γ-CGTase酶活力。将最大酶活力者定义为100%，计算相对酶活力。以温度为横坐标，相对酶活力为纵坐标绘制温度-相对酶活力曲线。
1.2.6 γ-CGTase最适pH测定
配制20 mmol/L pH 3.0～12.0的缓冲溶液(pH 3.0～5.0醋酸盐缓冲液，6.0～8.0磷酸盐缓冲液，8.5～12.0甘氨酸-氢氧化钠缓冲液)，使用该缓冲溶液配制不同pH下的15 mg/mL可溶性淀粉，取900 μL上述可溶性淀粉与100 μL (0.09 U) γ-CGTase混合，在50 ℃下保温10 min，沸水浴10 min灭酶，测定不同pH下γ-CGTase酶活。将最大酶活力者定义为100%，计算相对酶活力。以pH为横坐标，相对酶活力为纵坐标绘制pH-相对酶活力曲线。
1.2.7 动力学参数测定
以1、2、5、7.5、10、15、18、20 mg/mL不同质量浓度的可溶性淀粉作底物，在最适温度50 ℃、最适pH 10.0的条件下反应，测定酶学动力学参数。
1.2.8 有机溶剂对γ-CGTase酶活影响
将最终体积分数为1%的甲醇、乙醇、异丙醇、正丁醇、环己烷、十二醇加入到γ-CGTase中，4 ℃条件下放置1 h，测定不同有机溶剂作用下残余酶活力，将未添加有机溶剂的γ-CGTase酶活力定义为100%。
1.2.9 不同反应时间对γ-CGTase产物特异性影响
将15 mg/mL可溶性淀粉和γ-CGTase (5.23 U/g干基淀粉) 按比例混合，在pH 10.0、50 ℃的条件下保温2、4、6、8、10、15、20、30、40、50、60、90、120、150、180、240、300、360、420 min，利用HPLC测定不同时间下产物的生成。
1.2.10 不同淀粉浓度对γ-CGTase产物特异性影响
将10、15、30、50、70、100 mg/mL可溶性淀粉和γ-CGTase (5.23 U/g干基淀粉) 按比例混合，在pH 10.0、50 ℃的条件下反应6 h，利用HPLC测定最终产物。
1.2.11 不同乙醇体积分数数对γ-CGTase产物特异性的影响
以50 mg/mL可溶性淀粉为底物，添加γ-CGTase (5.23 U/g干基淀粉) 和最终体积分数为1%、1.5%、3%、5%、7%、10%的乙醇，在最适温度50 ℃、最适pH 10.0的条件下反应6 h，利用HPLC测定最终产物。
1.2.12 高效液相色谱(HPLC)法测定
参考JI[16]的方法并稍作修改。HPLC色谱条件为：XBridge Amide (4.6 mm × 250 mm, 5 μm) 分析柱；流动相为V(乙腈)∶V(水)=65∶35；柱温30 ℃；流速0.8 mL/min；进样量20 μL。
1.2.13 超高效液相色谱-质谱联用(UPLC-MS)测定
UPLC使用条件为：Waters-Acquity UPLC色谱仪；BEH Aminde (2.1 mm×100 mm, 1.7 μm)分析柱；流动相为纯乙腈(A液)，0.1%氨水(B液)；洗脱条件为75% A液与25% B液平衡5 min后洗脱15 min，65% A液与35% B液洗脱15 min，50% A液与50% B液洗脱15 min，最终使用100% A液保存柱子；柱温40 ℃；流速0.3 mL/min；进样量1 μL。MS使用条件：ESI-离子方式；毛细管电压3.0 V；离子源温度100 ℃；碰撞能量6 V；质谱范围(m/z)100～3 000。
1.2.14 数据处理方法
实验结果为3次数据的平均值，以其标准偏差表示误差线，利用Origin软件进行数据分析及作图。
2 结果与分析
2.1 γ-CGTase生物信息学分析
采用MEGA6软件将NCBI数据库中Bacillus sp. FJAT-44876的蛋白序列与已知表达α-CD、β-CD和γ-CD的CGTase序列进行比对，结果如图1-A所示。来源于Bacillus sp. FJAT-44876的蛋白序列共有5个结构域(数据未体现)[17]、6个保守区域、3个关键氨基酸，保守区Ⅲ、Ⅴ的Asp和保守区Ⅳ的Glu是 CGTase参与催化的保守残基[18]，其中保守区Ⅲ的Asp为亲核基团，可作为稳定中间体，保守区Ⅳ的Glu 为可能的质子供体，保守区Ⅴ的Asp为底物结合位点。研究表明，CGTase在-3、-7亚位点特有氨基酸的差异将导致产物特异性不同[19]，来源于Bacillus sp. FJAT-44876的蛋白序列与已知CGTase特有序列比对结果如图1-B所示。-3亚位点47位氨基酸是区分α-、β-、γ-CGTase的关键位点，来源于Bacillus sp. FJAT-44876的蛋白序列在该位点存在γ-CGTase特有氨基酸Thr，而α-、β-CGTase在相应位点主要为Lys或Arg，表明47位氨基酸在CGTase产物特异性中扮演着重要角色[20]，同时，相比于α-、β-CGTase，γ-CGTase为具备更多空间结合糖基链以形成CD8，在-3亚位点存在序列HP_G(E)GF_，而α-、β-CGTase拥有序列INYSGVN(N)[21]。此外，为了拥有更大的空间，γ-CGTase在-7亚位点(145-152)缺失6个氨基酸形成D------I区域，以便促使γ-CD环的形成，而α-、β-CGTase分别为SSTDPSFA、SSDQPSFA。将基因序列与NCBI数据库序列进行BLAST比较，发现该序列与已知的γ-CGTase：Bacillus sp. G-825-6和 Bacillus clarki 7364相似度均为70%，依据生物信息学分析结果，初步判断克隆表达的酶为γ-CGTase。
图1 γ-CGTase保守区域及关键序列分析
Fig.1 Conserved regions and the key amino acid sequence of γ-CGTase
注：(A)图中▲表示催化关键氨基酸；(B)图中▲表示α-、β-、γ-CGTase 47位特有氨基酸，□表示γ-CGTase-3、-7亚位点特有序列。α-、β-、γ-CGTase NCBI登录号为: Bacillus circulans 251 (GenBank P43379); Paenibacillus sp. xw-6-66 (GenBank AGG09664); Bacillus sp. strain 1001 (GenBank BAB18101); Thermoanaerobacterium EM1 (GenBank P26827); Paenibacillus sp. C36 (GenBank CAP72286); Paenibacillus macerans (AGT95840.1); Bacillus sp. G-825-6 (GenBank BAE87038); Bacillus firmus/lentus 290-3 (GenBank CAA01436); Bacillus clarkii 7364 (Gen- Bank BAB91217); Bacillus sp. FJAT-44876 (GenBank WP 096185680)
2.2 重组蛋白质的分离纯化
利用SDS-PAGE对镍亲和凝胶纯化后的γ-CGTase进行分子量测定。来源于Bacillus sp. FJAT-44876编码的蛋白质由711个氨基酸组成，氨基酸序列计算的理论分子量为80.039 kDa。SDS-PAGE结果显示目的条带分子量大约为80 kDa(图2)，与理论值相近，表明重组酶成功表达。
2.3 γ-CGTase定性分析
图2 纯化后γ-CGTase的SDS-PAGE分析
Fig.2 SDS-PAGE analysis of γ-CGTase from purification
以900 μL 15 mg/mL可溶性淀粉为底物，加入γ-CGTase (0.09 U) 在50 ℃、pH 10.0条件下反应2 h，利用HPLC对产物进行定性分析，结果如图3所示。HPLC图谱显示，反应2 h时主要产物为γ-CD；此外，利用UPLC-MS (图4) 进一步验证，保留时间为8.370的质谱表明，此物质的[M-H]-=1 295.5，则其相对分子质量为1 297，与γ-CD标准品出峰位置及相对分子质量一致(数据未显示)，确定该物质为γ-CD。由于CGTase种类依据反应初期其主产物类型进行判断[4]，故进一步确定该酶为γ-CGTase。
图3 γ-CGTase产物高效液相色谱图
Fig.3 HPLC analysis of the products formed by γ-CGTase
注：α-、β-、γ-CD标品浓度均为8 mg/mL
图4 γ-CGTase产物的超高效液相色谱-质谱联用图
Fig.4 UPLC-MS analysis of the products formed by γ-CGTase
2.4 γ-CGTase的最适温度
温度是影响酶催化作用的一个重要因素，在最适温度下，酶催化活性最强，酶促反应速率最大，当反应温度高于或低于最适温度时，酶活力均会降低进而影响酶促反应速率。由图5可知，γ-CGTase的最适温度为50 ℃，与现有报道的γ-CGTase最适温度40～65 ℃接近[22-23]。γ-CGTase酶活力随反应温度的升高而呈上升趋势，当温度达到50 ℃时，其酶活力最大，酶促反应速率最快，随后，温度的不断升高导致酶活力持续下降，最直接原因是高温使酶空间结构破坏，酶活力降低。
图5 温度对γ-CGTase酶活力的影响
Fig.5 Effect of temperature on the activity of γ-CGTase
2.5 γ-CGTase的最适pH
pH是影响酶催化活性的另一个重要因素，主要原因是不同pH环境可影响酶活性中心构象，使其发生轻微变化最终导致酶催化活性改变[24]，由图6可知，γ-CGTase最适pH为10.0，同时在7.0～11.0范围内有80%以上的相对酶活力，表明γ-CGTase在碱性条件下酶活力较高，与其来源于碱性芽孢杆菌属有关。就目前报道而言，γ-CGTase最适pH与Bacillus sp. G-825-6[10]、Bacillus clarkii 7364[11]相近，而比Bacillus sp. AL-6[22]、Bacillus firmus/lentus 290-3[23]最适pH值更高，这有利于高浓度淀粉底物的糊化。此外，γ-CGTase在pH 6～11范围内，残余酶活力均大于70%，最适pH范围较广，与CGTase相关报道一致[25-26]。
图6 pH对γ-CGTase酶活力的影响
Fig.6 Effect of pH on the activity of γ-CGTase
2.6 γ-CGTase动力学参数测定
酶促反应动力学参数可表征一个酶的基本性质，米氏常数(Km)、转化数(kcat)及最大反应速率(Vmax)不仅可判断酶的最适底物、酶与底物亲和力大小，还能确定酶促反应速率，结果如表1所示。与王磊[12]报道的来源于Bacillus clarkii 7364的γ-CGTase动力学参数相比，kcat值较高，说明γ-CGTase与可溶性淀粉亲和力较高。
表1 γ-CGTase的动力学参数
Table 1 The kinetic parameters of γ-CGTase
Vmax/[mg·(mL·min)-1]Km/(mg·mL-1)kcat/s-10.294.5339.64
2.7 有机溶剂对γ-CGTase酶活力的影响
有机溶剂在当前环糊精生产中必不可少，其不仅可改变产物比例，还对CGTase酶活力产生一定影响。如图7所示，甲醇、乙醇、环己烷、十二醇对γ-CGTase酶活力有一定的提高作用，相对而言，乙醇对γ-CGTase酶活力提高效果更为明显，而异丙醇和正丁醇使γ-CGTase酶活力降低，主要原因是不同CGTase对有机溶剂具有不同耐受性，蛋白质结构改变程度不同，进而导致酶活力不同。
图7 有机溶剂对γ-CGTase酶活力的影响
Fig.7 Effect of organic solvents on the activity of γ-CGTase
2.8 反应时间及淀粉浓度对γ-CGTase产物特异性影响
在实际反应过程中，因CGTase还存在偶合、水解、歧化活力，使生成的CD可被作为底物继续反应，导致不同反应时间、不同淀粉浓度下的产物比例不同。如图8-A所示，在0～6 h内，γ-CGTase反应体系中主产物为γ-CD且γ-CD产量呈上升趋势，β-CD含量缓慢增加。6～7 h，γ-CD含量减少，而β-CD仍在增加，产物比例发生明显变化，主要原因[27]可能是在环化反应进行的同时，γ-CGTase将反应生成的CD和麦芽低聚糖作为底物，通过偶合反应使CD生成线性麦芽低聚糖，而γ-CD比β-CD更适合作为γ-CGTase偶合反应底物，最终导致6～7 h内，γ-CD含量减少而β-CD含量增加。图8-B的结果表明，高浓度淀粉反应的产物中γ-CD含量小于β-CD，而相同反应条件下，低浓度淀粉产物中γ-CD含量远大于β-CD，主要因为反应体积一定时，高浓度淀粉分子与酶相互碰撞几率增大，反应速率加快，生成较多的麦芽低聚糖；产物中麦芽低聚糖可进一步与CD发生偶合反应，由于γ-CD偶合速率比β-CD快，使得高浓度淀粉反应体系中生成的γ-CD含量小于β-CD。
图8 反应时间(A)、淀粉浓度(B)对γ-CGTase产物特异性影响
Fig.8 Effect of reaction time(A) and concentration of starch(B) on the product specificity of γ-CGTase
2.9 不同乙醇体积分数对γ-CGTase产物特异性影响
乙醇因其危害性低、挥发性良好且抑菌性效果明显，在改变CGTase产物特异性中得到广泛应用[28]。为了更好地探究乙醇对改变产物特异性的效果，选择生成β-CD含量相对较高的淀粉浓度作为底物，最终以50 mg/mL淀粉为研究对象。如图9所示，对照组中γ-CGTase反应6 h后β-CD比γ-CD含量更多，主要因为γ-CGTase的偶合作用使γ-CD含量减少；与对照组相比，乙醇的添加明显使γ-CD得到有效保留，原因可能是极性较高的乙醇会排除水分子进入γ-CGTase活性中心，减弱水解反应，从而减少麦芽低聚糖的产生[29]，以及乙醇与麦芽低聚糖结合减弱γ-CGTase偶合作用[30]，使γ-CD比例提高。总体来看，γ-CD含量随乙醇最终体积分数的增加呈上升趋势，当乙醇最终体积分数大于5%时，γ-CD含量有微弱减少，主要因为高浓度乙醇环境中，γ-CGTase酶活损失和淀粉底物利用度降低。此外，由表2可知，与对照组相比，添加乙醇后γ-CD占总CD的比例明显增大，尤其是在10%的乙醇最终体积分数下，该比例由40.11%增加至78.20%，专一性提高了94.96%，表明乙醇在改变γ-CGTase产物特异性方面具有广泛前景。
图9 不同乙醇体积分数对γ-CGTase产物特异性影响
Fig.9 Effect of different concentration of ethanol on the product specificity of γ-CGTase
表2 不同体积分数乙醇作用下γ-CGTase产物比例
Table 2 The proportion of γ-CGTase products under different concentration of ethanol
乙醇/%vol淀粉转化率/%单一CD所占比例/%β-CDγ-CD对照22.3859.8940.111.023.4356.9643.041.523.1652.9747.033.022.4546.2053.805.020.1840.5959.417.018.0434.9465.0610.012.9021.8078.20
3 结论
将来源于Bacillus sp. FJAT-44876的一段基因进行克隆，并在E. coli BL21(DE3)异源表达，经镍柱纯化后，对γ-CGTase进行酶学性质测定及产物特异性影响因素研究。该酶分子质量大约为80 kDa，最适温度50 ℃，最适pH 10.0。反应时间、淀粉质量浓度及乙醇浓度均对γ-CGTase产物特异性有影响，其中乙醇影响效果显著。与对照组相比，10%乙醇最终体积分数下，γ-CGTase作用生成的CD中γ-CD所占比例由40.11%增加至78.20%，专一性提高了94.96%。这将为γ-CD生产提供一种新型γ-CGTase，并为改变γ-CGTase产物特异性提供基础。
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